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UNIVERSIDADE DE TAUBATÉ

DEPARTAMENTO DE ENGENHARIA MECÂNICA

CURSO DE ENGENHARIA DE ALIMENTOS

TAÍS INÁCIO DA LUZ FERREIRA

QUANTIFICAÇÃO DE ANTOCIANINAS NO FRUTO,

POLPA E PRODUTO PROCESSADO DA JUÇARA (Euterpe

edulis Martius).

TAUBATÉ - SP

2013

2

UNIVERSIDADE DE TAUBATÉ

Taís Inácio Da Luz Ferreira

QUANTIFICAÇÃO DE ANTOCIANINAS NO FRUTO,

POLPA E PRODUTO PROCESSADO DA JUÇARA (Euterpe

edulis Martius).

Trabalho apresentado ao Departamento de

Engenharia Mecânica, Universidade de

Taubaté para conclusão do curso de

Engenharia de Alimentos.

Orientador: Profa. Dra. Deborah da Silva

Comar.

TAUBATÉ - SP

2013

3

TAÍS INÁCIO DA LUZ FERREIRA

QUANTIFICAÇÃO DE ANTOCIANINAS NO FRUTO, POLPA E

PRODUTO PROCESSADO DA JUÇARA (Euterpe edulis Martius).

Trabalho apresentado ao Departamento de

Engenharia Mecânica, Universidade de

Taubaté para conclusão do curso de

Engenharia de Alimentos.

Data: 26/11/2013 Horário: 17h00

Resultado: _________________

BANCA EXAMINATÓRIA

Profa. Dra. Deborah da Silva Comar Universidade: _______

Profa. Dra. Alecsandra de Almeida Universidade: _______

Prof. Esp. Fabiano Siqueira de Almeida Universidade: _______

______________________________

Deborah da Silva Comar

Orientadora

4

Dedico à minha família Avelino,

Emília, Gabriel, Bianca, Bruno e Rodrigo

por todo incentivo e apoio em todos os

momentos.

Amo vocês!

5

AGRADECIMENTOS

Primeiramente a Deus, fonte de força para superar todas as dificuldades e que

me protegeu todos os dias nas “viagens” até a Universidade.

Aos meus pais Avelino e Emília que sempre se empenharam para que todos os

filhos pudessem estudar. Eu os amo incondicionalmente e agradeço pela educação,

incentivo e apoio em todas as minhas decisões, muito obrigada! Tudo que conquistei foi

graças ao que vocês me ensinaram.

A minha irmã Bianca, minha irmã-gêmea, pelas conversas, risadas, passeios

aos fins de semana e principalmente pelo incentivo e apoio nos momentos mais difíceis.

Mesmo estando longe, sua dedicação com os estudos sempre foi minha inspiração,

afinal irmãos mais novos também tem muito a nos ensinar.

Ao Gabriel, meu irmão caçula, obrigada pelas risadas durante a semana, pelos

passeios gastronômicos, por todo seu carinho e empenho em ajudar. Você é um menino

de ouro! Aos meus irmãos mais velhos Bruno e Rodrigo por serem meus exemplos por

toda a vida. Obrigada pelo apoio e incentivo!

À minha avó Cacilda (in memoriam), que eu tanto amo e que sempre tinha uma

palavra de apoio, além de sempre torcer pelas minhas conquistas.

Ao meu namorado Thomaz, que mesmo longe nesta reta final, contribuiu muito

com seu amor, carinho, apoio, incentivo e seus conselhos maravilhosos. Muito

obrigada!

À Profa. Dra. Deborah da Silva Comar, minha orientadora, obrigada por

confiar em minha capacidade em cumprir este projeto, pelos ensinamentos e ajuda na

realização de todas as análises.

À Profa. Dra. Alecsandra de Almeida, minha quase orientadora, pelas ideias,

incentivos, conselhos e pelas valiosas revisões neste trabalho.

Ao Jorge Wilmers e à Roxane Lopes de Mello da Akarui (Associação para

Cultura, Meio Ambiente e Cidadania), pela recepção em São Luiz do Paraitinga e por

possibilitarem a realização deste trabalho. Em mim permanece uma grande gratidão

por ambos, por me ajudarem a adquirir todas as matérias-primas necessárias e por

mostrarem que o incentivo à comunidade local pode mudar o cenário da exploração da

Juçara.

6

Ao pessoal do Laboratório de Análise de Solos e Nutrição de Plantas pela

parceria na realização deste trabalho. Ao professor João Luiz Gadioli por ter aberto as

portas do laboratório e pela ajuda nas análises.

Aos meus amigos, especialmente à Paola, pelas conversas e cafés durante todos

esses anos de amizade. Aos de antes da graduação e aos que conquistei durante os

cinco anos de Engenharia, com as quais pude conviver, dei muitas risadas e que

sempre me fizeram bem.

Aos Professores do curso de Engenharia de Alimentos que auxiliaram na minha

formação e aos funcionários da Universidade, obrigada.

E a todas as pessoas que de forma direta ou indireta auxiliaram na execução

deste trabalho.

7

RESUMO

As antocianinas têm grande importância pelo seu potencial antioxidante, sendo,

dos compostos fenólicos, o mais importante e um dos principais corantes naturais que

pode ser usado na indústria alimentícia. Este trabalho teve como objetivo avaliar o

efeito da diluição e o teor de antocianinas totais no fruto, polpa e produto processado de

Juçara (Euterpe edulis Martius). A determinação de antocianinas totais foi realizada

utilizando solução extratora à base de etanol acidificado com ácido clorídrico e com

auxílio de um método espectrofotométrico. Os resultados encontrados para o fruto

extraído com água foi de 42,224 mg.100g-1

, para o fruto extraído com etanol foi 41,548

mg.100g-1

, para a polpa 162,814 mg.100g-1

, para o suco natural 222,692 mg.100g-1

,

para o suco com limão 239,510 mg.100g-1

, para a granola (2013) 10,536 mg.100g-1

e

para a granola (2012) 0,875 mg.100g-1

. Por meio dos resultados obtidos verificou-se que

a concentração aumenta de acordo com a variação da diluição, ou seja, quanto maior a

diluição da amostra maior será a concentração de antocianinas totais, sendo assim a

sexta diluição apresentou o melhor resultado, para cada 0,2 mL de amostra a ser

analisada adicionou-se 4 mL de etanol. E dentre os produtos com as maiores

concentrações estão os sucos, tanto o natural quanto o adicionado de limão.

Palavras-chave: Antocianinas. Determinação. Juçara.

8

ABSTRACT

Anthocyanins have a great importance by its antioxidant potential, being the

most important phenolic compounds and one of the main natural dyes that can be used

in the food industry. This study aimed to evaluate the effect of dilution and total

anthocyanins in the fruit, pulp fruit and products processed based of Juçara (Euterpe

edulis Martius). The determination of anthocyanin was carried out using extracted

solution based on ethanol acidified with hydrochloric acid and with the aid of a

spectrophotometric method. The data found in the analyses of the extracted fruit with

water was 42.224 mg.100g-1

, for the fruit extracted with ethanol 41.548 mg.100g-1

, for

pulp 162.814 mg.100g-1

, for the natural juice 222.692 mg.100g-1

, juice of Juçara with

lemon to 239.510 mg.100g-1

, for granola (2013) 10.536 mg.100g-1

and granola (2012)

0.875 mg.100g-1

. By the results obtained it was found that the concentration increases

according to the variation of the dilution, in other words, the higher dilution of the

sample the greater is the concentrations of total anthocyanins, thus the sixth dilution

showed the best results for each 0.2 ml sample and was added 4 ml of ethanol for the

analyses. And among the products with the highest concentrations are juices, both

natural and added lemon.

Keyword: Anthocyanin. Determination. Juçara.

9

SUMÁRIO

Página

1 INTRODUÇÃO 10

2 OBJETIVOS 11

2.1 Objetivos Específicos 11

3 REVISÃO DE LITERATURA 12

3.1 A palmeira Euterpe edulis Martius 12

3.2 Flavonoides 13

3.3 Antocianinas 15

3.4 Estabilidade da cor das antocianinas 17

3.5 Fatores que afetam os teores de antocianina 19

3.5.1 Efeito do pH 19

3.5.2 Temperatura 21

3.5.3 Influência da Copigmentação 22

3.5.4 Influência da Luz 23

3.5.5 Presença de Metais 23

3.5.6 Oxigênio 24

3.6 Extração 24

3.7 Técnicas para Análise de Antocianinas 26

3.8 Efeitos Benéficos ao Organismo 29

4 MATERIAIS E MÉTODOS 31

4.1 Os Locais e Épocas de Amostragem dos Produtos de Juçara 31

4.2 Determinação de Antocianinas Totais 34

4.3 Delineamento Estatístico 34

4.4 Análises dos Resultados 35

5 RESULTADOS E DISCUSSÕES 36

5.1 Resultados Completos 36

5.2 Teor de Antocianina no Fruto 39

5.3 Teor de Antocianina na Polpa 42

5.4 Teor de Antocianina em Produtos Processados 44

6 CONCLUSÃO 50

REFERÊNCIAS 51

ANEXOS 64

10

1 INTRODUÇÃO

O consumo de frutas ricas em antioxidantes tem aumentado cada vez mais no

Brasil e dentre as frutas que apresentam antioxidante em sua composição destaca-se a

juçara, que contem a antocianina, pigmento muito instável que pode ser degrada durante

o processamento e a estocagem de alimentos com consequente alteração da cor. Essa

fruta vem tendo seu interesse aumentado, devido aos benefícios proporcionados à saúde,

por ser altamente nutritiva e possuir grande potencial de uso na gastronomia. As

antocianinas são pigmentos encontrados em vegetais e estão presentes em quase todas

as plantas superiores. São pigmentos dominantes em muitas frutas e flores, e

apresentam cores que variam de vermelho intenso ao violeta e azul, coloração

encontrada no fruto da juçara (RIBEIRO et al., 2011).

O uso extrativista do palmito da juçara colocou a planta na lista de espécies

ameaçadas de extinção e para reverter esta situação, estimulou-se o consumo da polpa

de juçara, conforme já vinha sendo feito com a o açaí (SILVA et al., 2007), porém no

Brasil, a juçara ainda não é tão consumida quanto o açaí.

Os componentes celulares não são protegidos totalmente por antioxidantes

endógenos, e é bem estabelecido que antioxidantes obtidos na dieta são indispensáveis

para a defesa apropriada contra oxidação e, portanto, têm importante papel na

manutenção da saúde. Os incontestáveis benefícios para a saúde associados ao consumo

de frutas e hortaliças devem-se, em parte, à presença de antioxidantes nestes alimentos

(LAMPE, 1999).

11

2 OBJETIVOS

Diante da escassez de estudos relacionados à juçara, o objetivo do presente

trabalho foi avaliar o teor de antocianina total em fruto, polpa e produto industrializado

como a granola e suco (natural e com limão).

2.1 Objetivos Específicos

Por meio destas análises, a pesquisa foi delineada a fim de identificar o efeito da

diluição na determinação da quantidade de antocianina e a variação nos teores no fruto,

na polpa em produtos processados a partir da polpa.

12

3 REVISÃO DE LITERATURA

3.1 A palmeira Euterpe edulis Martius

A juçara (Euterpe edulis Martius), pertence à família Arecaceae e ao gênero

Euterpe segundo Lorenzi (2006). É uma palmeira distribuída na Mata Atlântica e é

encontrada nos estados da Bahia, Minas Gerais, Rio de Janeiro, São Paulo, Paraná,

Santa Catarina e Rio Grande do Sul.

A palmeira Euterpe edulis Martius é nativa da Floresta Atlântica e o seu palmito

era originalmente utilizado pelos indígenas, residentes na área de domínio da floresta

tropical atlântica, e nas décadas de 30 e 40 era vendido in natura em feiras nos grandes

mercados consumidores. A partir da década de 50, teve início a comercialização do

produto industrializado, com estímulo à exploração predatória do palmiteiro

(MACEDO, 1971; CORSO, 2003).

O uso extrativista do palmito alocou a palmeira na lista das espécies ameaças de

extinção, porque como a Juçara é uma palmeira monocaule, que não produz perfilhos,

quando colhida implica na morte da planta (SILVA et al., 2007). Uma das formas de

reverter esta situação é estimular o consumo da polpa de juçara, conforme já vem sendo

feito com outra palmeira do gênero Euterpe, o açaí (E. oleraceae Martius).

Trata-se de uma palmeira de estirpe reto e fino, de tamanho médio a alto,

podendo chegar até 20 ou 25 metros de altura, solitária ou múltipla, conforme pode ser

observado pela Figura 1 e 2, aparentemente vegetando nas mais diversas condições

ecológicas, mas mais especialmente em áreas de solo pouco drenado e baixas elevações.

Forma cachos de frutos sésseis, arredondados, drupáceos, de cor violáceo-púrpura,

quase negra. Cada fruto, portanto, possui um caroço e uma fina camada de polpa

constituída pelo epicarpo e a parte externa do mesocarpo. A parte interna do mesocarpo

é fibrosa e está soldada ao endocarpo lenhoso (HENDERSON, 2000; ROGEZ, 2000;

REITZ, 1974).

O processamento do fruto de juçara para obtenção da polpa é uma atividade

nova e esta é usualmente misturada com polpas de frutas regionais ou exóticas, como a

graviola, cupuaçu, cacau, cajá, limão, banana, leite e cereais, de maneira similar ao uso

do açaí (SILVA; BARRETTO; SERÔDIO, 2007).

13

Considerando que a juçara é uma palmeira que corre o risco de extinção por

causa da extração clandestina do palmito, o uso do fruto na alimentação humana

apresenta-se como uma alternativa de grande potencial econômico e ambiental, ao

agregar valor aos remanescentes florestais da região e ao contribuir para a preservação

da espécie. Porém, para que a espécie garanta a sua regeneração, as sementes obtidas do

despolpamento dos frutos para extração da polpa, devem retornar ao seu ambiente de

origem, sob a forma de semeadura em pequenas covas ou a lanço (SILVA et al., 2007).

Figura 1 - Palmeira Juçara (Euterpe edulis

Martius)

Figura 2 - Palmeira Juçara (Euterpe edulis

Martius)

3.2 Flavonoides

Os flavonoides englobam um grupo de numerosos pigmentos fenólicos e são os

principais responsáveis pelas cores e tons azul, vermelho e amarelo de numerosas

flores, frutas e folhas (BOBBIO; BOBBIO, 2001). Protege o organismo humano do

dano produzido por agentes oxidantes, como as substancias químicas que estão

presentes nos alimentos, os raios ultravioletas, poluentes ambientais, etc. (OLIVEIRA et

al., 2009; MARTÍNEZ-FLÓREZ et al., 2002). Eles são derivados biossinteticamente da

fenilalanina (MERKEN; BEECHER, 2000) e possuem uma estrutura básica constituída

14

de dois anéis aromáticos ligados por uma cadeia de três átomos de carbono, formando

um heterocíclico oxigenado, conforme representação da Figura 3 (VOLP et al., 2008;

HEIM; TAGLIAFERRO; BOBILYA, 2002).

Figura 3 - Estrutura básica dos flavonoides.

Os flavonoides são separados em três grupos, o primeiro consiste nos pigmentos

responsáveis pelas cores azul e vermelho que compreendem as antocianinas, o segundo

grupo é representado por cores e tons amarelados e abrange as antoxantinas. O último

grupo, as leucoantocianidinas ou proantocianidinas, são os compostos incolores

resultantes da condensação de duas ou mais moléculas de agliconas das antocianinas

quando hidrolisadas em meio ácido (BOBBIO; BOBBIO, 2001).

O organismo humano não é capaz de produzir esses compostos fenólicos,

cabendo ao homem obtê-los por meio da alimentação (MARÇO et al., 2007). Estão

amplamente distribuídos em plantas, frutas, vegetais e em diversas bebidas,

representando componentes substanciais da fração energética da dieta humana (VOLP

et al., 2008). Quando associado às frutas ou vegetais apresentam efeito protetivo contra

doenças coronárias e câncer, fato esse que esta associada à presença dos flavonoides

(CACACE; MAZZA, 2002; KUSKOSKI et al., 2004). Esses benefícios saudáveis dos

flavonoides têm sido associados à atividade antioxidante, por serem doadores de

hidrogênio, e ainda por suas habilidades como agente quelante (MERKEN; BEECHER,

2000; HEIM et al., 2002).

Já foram identificados mais de 8000 componentes da família dos flavonoides por

meio de diversos métodos de separação e por absorção na região do ultravioleta e

visível do espectro eletromagnético (MERKEN; BEECHER, 2000). Conforme o estado

de oxidação do anel pirano (heterocíclico oxigenado), tem-se diferentes subclasses:

flavonóis, flavonas, flavanóis, flavanonas e antocianinas, representadas respectivamente

na Figura 4 (VOIP et al., 2008; MARTÍNEZ-FLÓREZ et al., 2002; MERKEN;

BEECHER, 2000; MELO; GUERRA, 2002).

15

Figura 4 - Estrutura básica de algumas subclasses de flavonoides.

Os flavonoides podem ser encontrados na cerveja, vinho, chá verde, chá preto,

além de frutas e verduras e também são encontrados em grãos, como a soja. Nesses

alimentos e bebidas, podem ser consumidos na dieta humana de forma natural, mas

também serem utilizados junto com vitaminas e minerais, na forma de suplementos

alimentares (MARTÍNEZ-FLÓREZ et al., 2002).

3.3 Antocianinas

Após a clorofila, a antocianina é o grupo mais importante de pigmentos de

origem vegetal (HARBORNE; GRAYER, 1988). Compõem o maior grupo de

pigmentos solúveis em água do reino vegetal e são encontradas em maior quantidade

nas angiospermas (BRIDLE; TIMBERLAKE, 1997).

O termo antocianina é de origem grega (anthos = uma flor; kianos = azul) e é

responsável pelas cores azul e vermelho (BOBBIO; BOBBIO, 2001; HARBORNE;

GRAYER, 1988). Percebeu-se mais tarde que é responsável por várias outras cores

observadas em flores, frutos, folhas, caules e raízes são atribuídas a pigmentos

quimicamente similares aos que deram origem à “flor azul” (BROUILLARD, 1982). A

cor é exibida por meio da ressonância do íon flavílio que gera a intensidade da cor,

porque as duplas ligações conjugadas presentes nesses compostos fazem com que

16

absorvam fortemente na região de 500-600 nm (PATRAS et al., 2010; CAVALCANTI

et al., 2011).

Por serem solúveis em água e sensíveis ao calor, na maior parte das vezes,

apresentam-se glicosiladas, auxiliando a estabilização da molécula e facilitando a

solubilidade (TEIXEIRA; STRINGHETA; OLIVEIRA, 2008; VILLIERS et al., 2009;

AZEVEDO et al., 2010). As diferenças estruturais entre essa classe de flavonoides são o

número de hidroxilas, a natureza e o número de açúcares ligados à estrutura flavílio,

ligantes alifáticos ou carboxilatos aromáticos no açúcar da molécula e a posição dessas

ligações (VILLIERS et al., 2009; MAZZA; BROUILLARD, 1990; OREN-SHAMIR,

2009).

Existem dois tipos de pigmentos: o glicosilado (antocianinas) e o não glicosilado

(antocianidinas ou aglicona). Os pigmentos pertencentes ao primeiro grupo são

representados pelos açúcares D-glicose, D-ramnose, D-galactose, D-xilose, rutinose e

arabinose, e pelos ácidos fenólicos como o p-cumárico, o cafêico e o ferrúlico

(TIMBERLAKE, 1980; COSTA; HORTON; MARGOLIS, 2000). Já a diversidade do

segundo grupo se deve ao número e à posição de hidroxilas e metoxilas ao longo da

cadeia carbônica. Os grupos acil e os açúcares ligados à aglicona possuem um efeito

significativo na estabilidade e reatividade das antocianinas (TIMBERLAKE, 1980;

OREN-SHAMIR, 2009; WU; PRIOR, 2005).

As antocianinas desempenham funções variadas como ação antioxidante,

proteção contra a ação da luz, mecanismo de defesa e função biológica. As cores vivas e

intensas que elas produzem têm um papel importante em vários mecanismos

reprodutores das plantas, tais como a polinização e a dispersão de sementes (LOPES et

al., 2007). Segundo Narayan et al. (1999) a antocianina é um agente natural, quando

adicionado a alimentos, porque confere coloração aos alimentos, propicia a prevenção

contra auto oxidação e peroxidação de lipídeos em sistemas biológicos. Narayan et al.

(1999) ainda descreve que a antocianina é um potente antioxidante comparado com

antioxidantes clássicos como butilato hidroxi anisol, butilato hidroxi tolueno e alfa

tocoferol (vitamina E).

Até o momento foram encontradas mais de 500 antocianinas diferentes e 23

antocianidinas, sendo as seis mais comuns apresentadas na Tabela 1.

17

Tabela 1 - Diferentes estruturas de antocianinas.

Estrutura do cátion flavílio Estrutura do anel B Nome Glicosídio

encontrado em:

Pelargonidina

Morango, amora

vermelha e

bananeira

Cianidina

Jabuticaba, figo,

cereja, uva,

cacau, ameixa,

jambolão, amora

Delfinidina

Berinjela, romã e

maracujá

Malvidina

Uva, feijão

Peonidina

Uva, cereja

Petunidina

Frutas diversas,

petúnias

Fonte: Bobbio; Bobbio, (2001).

3.4 Estabilidade da cor das antocianinas

As antocianinas são altamente instáveis e muito aptas à degradação, apresentam

resistência individualizada aos efeitos dos agentes de degradação em razão das

18

diferentes estruturas existentes (CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009;

BROUILLARD, 1982). O mecanismo exato de degradação ainda não é bem

estabelecido; entretanto, acredita-se que a quebra de ligações covalentes por oxidação

esteja envolvida (PATRAS et al., 2010).

Naturalmente a coloração das antocianinas é diretamente influenciada pela

substituição dos grupos hidroxila e metoxila na molécula. Incrementos no número de

grupos hidroxila tendem a tornar a coloração azulada. Na direção contrária, incrementos

no número de grupos metoxilas aumentam a intensidade do vermelho (LÓPEZ et al.,

2000).

Segundo Bridle e Timberlake (1997), a inibição da hidrólise do cátion flavílio,

que possui coloração vermelha, ocorre na presença de um ou mais grupos acila na

molécula de antocianina. Quando isso ocorre não se forma a base carbinol, de coloração

incolor, e permite a formação preferencial da base quinoidal, com tonalidade azulada, o

que resulta na formação de pigmentos menos sensíveis às mudanças de pH, ou seja, a

coloração é mantida em meio levemente acidificado a neutro.

Dangles et al. (1993) quantificaram este efeito usando pelargonidina 3-

soforosídio-5-glucosídio acilada com ácido cafêico, evidenciando que os valores de

pKh, ou constante de hidratação, aumentaram com o efeito da acilação, confirmando a

resistência dos pigmentos à reação de hidratação. Outra conclusão obtida no

experimento é o que já foi observado também por Saito et al. (1995), os pigmentos

acilados são mais estáveis do que seus análogos não acilados. Dessa forma, não fica

clara a gama de colorações observadas na natureza que é produzida a partir da estrutura

das antocianinas (LÓPEZ et al., 2000).

Diversos fatores interferem na estabilidade das antocianinas, e vários exemplos

de estudos a respeito são encontrados na literatura. Portanto, é primordial definir as

condições de obtenção do pigmento, de forma que o mesmo apresente o mínimo de

alterações em suas características. A estabilidade das antocianinas é maior em meio

ácido, mas pode ocorrer degradação por vários mecanismos, iniciando com perda da

cor, seguida do surgimento de coloração amarelada e formação de produtos insolúveis.

A estabilidade da cor de antocianinas é dependente da estrutura e da concentração dos

pigmentos, além de fatores como o pH, a temperatura e a presença de oxigênio (LOPES

et al., 2007).

19

3.5 Fatores que afetam os teores de antocianina

3.5.1 Efeito do pH

A sensibilidade ao pH é o principal fator limitante no processamento e utilização

das antocianinas, afetando a cor e a estabilidade química. Em soluções ácidas, a

antocianina é vermelha, mas com o aumento do pH a intensidade de cor diminui. Em

solução alcalina, a cor azul é obtida, porém é instável (MAZZA; BROUILLARD,

1987). Esta instabilidade foi observada por Jackman et al. (1987) quando do tratamento

com calor ou devido ao armazenamento em que a antocianina manifestou mudança da

pigmentação do azul para o amarelo.

As antocianinas são mais estáveis em meio ácido e podem ser encontradas em

quatro diferentes formas químicas quando em solução aquosa: cátion flavílio, base

quinoidal, pseudobase carbinol e chalcona (YANG et al., 2008; COMANDINI et al.,

2008; CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009; BROUILLARD, 1982; LIMA et al.,

2002).

Em valores de pH baixo (pH ~ 2,0), as antocianinas se apresentam na forma de

cátion flavílio, exibindo cor vermelha. Quando acontece o equilíbrio ácido-base ocorre

uma reação de hidratação do cátion ou a protonação desse íon. A primeira reação gera

um produto de coloração incolor, uma pseudobase, chamada carbinol que em meio

neutro (pH ~ 6,0) se transforma em chalcona, que também é um produto incolor. Já a

segunda reação produz uma base quinoidal, de coloração azul, que se apresenta em co-

equilibrio com o cátion flavílio (COUTO; RAMOS; CAVALHEIRO, 1998; CANUTO,

2011). As reações podem ser observadas na Figura 5.

20

Figura 5 - Esquema geral dos equilíbrios que ocorrem com o cátion flavílio, quando se

muda o pH do meio (BROUILLARD, 1982).

Chigurupati et al. (2002) demonstraram experimentalmente as reações

apresentadas pela Figura 5. Para isto utilizaram o corante de repolho roxo (Brassica

oleracea) como indicador de pH. Quando utilizado em soluções com baixos valores de

pH (meio ácido) apresentou a coloração vermelha e em pH básico apresentou coloração

azul escura. Esta mudança de coloração se demonstrou reversível ao pH e temperatura.

Conforme o pH do meio é alterado, ocorrem mudanças representativas nos

máximos de absorção no espectro UV-Vis das antocianinas. Isso porque, aumentando-

se o pH, ocorre uma diminuição do número de ligações duplas conjugadas, que são

responsáveis pelo aumento nos máximos de absorção das substâncias, pela protonação

do cátion flavílio. Com a diminuição das ligações duplas conjugadas, os máximos de

absorção das antocianinas tendem a se deslocarem para comprimentos de onda menores,

o que caracteriza a perda de coloração (MARÇO et al., 2008; BORDIGNON et al.,

2009).

21

Dessa forma as investigações sobre a estabilidade e a variedade de coloração das

antocianinas influenciadas por alterações de pH concluem que as mudanças na

coloração desses compostos são mais significativas em um meio alcalino devido a sua

instabilidade estrutural (CASTAÑEDA-OVANDO et al., 2009).

3.5.2 Temperatura

A temperatura é outro fator importante na estabilidade das antocianinas porque à

medida que se submete a solução de antocianinas a uma temperatura superior a

ambiente (25°C), a sua degradação é maior, mesmo quando complexadas com ácido

tânico, e esta degradação é ainda mais acentuada quando se aumenta o pH do meio

(STRINGHETA, 1991).

O aquecimento acelera a degradação das antocianinas e pode resultar na

formação de outros compostos ou produtos com coloração castanho-marrom,

especialmente na presença de oxigênio (BOBBIO; BOBBIO, 2001; CAVALCANTI et

al., 2011; CACACE; MAZZA, 2002).

O efeito da temperatura na estabilidade de antocianinas em alimentos tem sido

estudado por muitos pesquisadores. Diversos autores relatam a existência de uma razão

logarítmica entre a degradação da antocianina e o aumento da temperatura (PATRAS et

al., 2010; BROUILLARD, 1982).

Lima et al. (2002), verificou a estabilidade das antocianinas em polpas de

acerola congelada. O estudo permitiu observar que quando ocorre o congelamento da

polpa a degradação de antocianinas é menor. Outro fator ressaltado é com relação a

concentração de antocianina, quanto maior a concentração menor é a degradação sob

efeito do congelamento.

A estabilidade das antocianinas frente à temperatura é influenciada pelo grau de

acilação. Sapers et al. (1981) realizaram estudos comparativos da estabilidade com a

temperatura de cultivos de repolho roxo em relação a concentrados de amora e beterraba

vermelha em solução tampão de pH 3,0. Quando os produtos foram submetidos à

temperatura de 100ºC ocorreu a diminuição da absorbância no transcorrer dos primeiros

30 minutos para as três soluções. Porém, os cultivares de repolho roxo apresentaram um

grau mais elevado de estabilidade ao calor quando comparadas às soluções de

concentrado de amora e beterraba vermelha. Bridle e Timberlake (1997) e Chigurupati,

22

Saiki e Gayser (2002) afirmam que a ocorrência extensiva de acilação nos pigmentos do

repolho roxo confere a estes características superiores na estabilidade e na cor.

Van Buren et al. (1968) relatam que os vinhos que continham pigmento acilado

mantiveram sua cor inalterada por um período de 6 dias numa temperatura de 50ºC.

Dirby et al. (2001) estudaram a estabilidade térmica de antocianinas em pH 3,0 usando

solução tampão Mcllvaine para quatro diferentes extratos de antocianinas, na faixa de

temperatura de 25 a 80ºC. Neste trabalho, o grau de estabilidade apresentado pelo

extrato de repolho roxo apresentou melhores resultados do que os extratos da groselha

negra, da casca de uva e do fruto do sabugueiro. Portanto, a excelente estabilidade

térmica das antocianinas do repolho roxo permite o tratamento térmico de produtos

coloridos com pequena perda de coloração.

Kirca e Cemeroglu (2003), demonstraram que a degradação térmica de

antocianinas segue uma relação linear entre concentração de antocianinas e tempo de

estoque em determinada temperatura, seguindo assim, uma reação de primeira ordem. O

mecanismo exato da degradação desses pigmentos em solução aquosa não é bem

elucidado, mas acredita-se que elevadas temperaturas promovam a formação de

chalconas (incolor), como o primeiro passo de degradação (PATRAS et al., 2010;

BROUILLARD, 1982).

Morais et al. (2002) avaliaram a estabilidade de cinco antocianinas presentes em

extratos de uva frente a mudanças na temperatura, tempo de estocagem e quantidade de

luz incidida sobre os extratos. Observaram um aumento na decomposição quando se

estoca um produto por muitos dias em temperaturas altas.

3.5.3 Influência da Copigmentação

A copigmentação pode ocorrer intra ou intermolecularmente. A primeira ocorre

quando o pigmento e o copigmento fazem parte da mesma molécula, já a segunda

ocorre por mecanismos de forças de Van der Waals e efeitos hidrofóbicos em meio

aquoso entre a antocianina e o copigmento (MAZZA, 1990; FALCÃO et al., 2003).

A copigmentação intermolecular entre antocianinas, juntamente com outros

compostos, produz um aumento na intensidade da cor e um deslocamento no

comprimento máximo de absorção. Vários compostos atuam como copigmentos de

23

antocianinas, tais como: aminoácidos, ácidos orgânicos, flavonoides, alcaloides

(MAZZA; BROUILLARD, 1987).

A presença de flavonoides não antociânicos podem proteger as antocianinas

contra a degradação. Um exemplo é relatado por Stringheta (1991), em que o aumento

da quantidade de ácido tânico propiciou um acréscimo proporcional na estabilidade das

antocianinas presentes, com uma redução significativa nos seus níveis de degradação.

Segundo Stringheta et al. (2000) e Francis (1982) a coloração não pode ser

considerada como um fator exclusivamente dependente do pH, porque as antocianinas

e sua coloração são estabilizadas por fatores físico-químicos incomuns, como por

exemplo, efeitos de copigmentação.

3.5.4 Influência da Luz

Pesquisas demostram que a luz propicia a degradação das antocianinas. Fato

esse que pode ser observado no estudo feito por Stringheta (1991), que ilustrou o efeito

destruidor da luz, quando intenso, sobre as antocianinas presentes no capim gordura,

entretanto este efeito não é exclusivo da presença de luz, porque também está

estreitamente ligado ao pH.

Já Dirby et. al. (2001), Carlsen e Stapelfeldt (1997) observaram uma baixa

sensibilidade à fotodegradação em pH levemente ácido, quando determinaram a

quantidade aparente de foto-branqueamento de antocianinas oriundas do repolho roxo e

do fruto do sabugueiro.

3.5.5 Presença de Metais

A variedade de cores da antocianina também foi explicada pela formação de

quelatos com sais flavílio e íons metálicos segundo Castañeda-Ovando et al. (2009). Os

íons metálicos sozinhos não possuem coloração, mas associados às antocianinas

conferem grande quantidade de cores e tons a esses compostos (MAZZA, 1990).

As antocianinas em presença de cátions de alumínio, ferro e outros metais

formam produtos insolúveis. Estes produtos, em relação às antocianinas livres,

principalmente no caso do alumínio, apresentam maior estabilidade frente a fatores

como calor, pH e oxigênio (BOBBIO; BOBBIO, 1995).

24

O efeito do acréscimo da concentração de íons de Fe3+

na solução de antocianina

presentes no capim gordura, relatado por Stringheta (1991), promoveu uma redução

significativa na absorbância. Porém, o complexo ácido tânico-antocianina em meio

ácido (pH = 2,0) sofre pouca alteração com a adição de Fe3+

. Também foi estudado o

efeito do Cu2+

, constatando que a presença de íons metálicos pode alterar o padrão

espectral da cor das antocianinas na região do espectro visível, podendo também formar

precipitado por reação com os metais, efeito este acentuado à medida que se eleva o pH

do meio de 2,0 para 4,0.

3.5.6 Oxigênio

A presença de oxigênio no meio também é um fator significativo na degradação

de antocianinas, mesmo na ausência de luz, em todos os valores de pH. Esta degradação

ocorre através de um mecanismo de oxidação direta ou indireta dos constituintes do

meio que reagem com as antocianinas. Precipitados e desenvolvimento de turbidez em

sucos de frutas podem ser resultado da oxidação direta da base carbinol de antocianinas

(JACKMAN; SMITH, 1992).

Daravingas e Cain (1968), estudando a degradação do pigmento do suco de

framboesa, constaram que o segundo fator em ordem de importância, após o pH, na

degradação do pigmento, era a presença do oxigênio molecular. Em todos os sistemas

estudados, quando o nitrogênio foi usado em substituição ao oxigênio, a estabilidade da

antocianina foi aumentada.

3.6 Extração

A escolha do método de extração de antocianinas depende da proposta de

aplicação. Considerando a esfera industrial, é importante que seja um método simples,

rápido, de baixo custo e que utilize solventes extratores de baixa toxicidade.

As antocianinas são moléculas polares devido à presença dos grupos hidroxilas,

carboxilas, metoxilas e glicosilas residuais ligados aos seus anéis aromáticos.

Consequentemente, elas são mais solúveis em água do que em solventes não polares.

Porém, dependendo das condições do meio, as antocianinas podem ser solúveis em éter.

25

Estas características ajudam na extração e separação das antocianinas (HARBORNE;

GRAYER, 1988).

Solventes alcoólicos, como metanol e etanol, são os mais utilizados

(STINTZING et al., 2002; REVILLA et al., 1998; MACZ-POP et al., 2006; CHEN et

al., 2006; LEE; HONG, 1992; TERCI, 2004). Muitos trabalhos têm empregado

solventes extratores alcoólicos acidificados para favorecer a extração, pois auxilia a

penetração do solvente nos tecidos das frutas e vegetais, além de aumentar a

estabilidade dos extratos por dificultar o aparecimento de fungos que degradam as

antocianinas (REVILLA et al., 1998; MACZ-POP et al., 2006).

O uso de solventes ácidos para a extração deve ser cauteloso, pois excesso de

ácido pode levar à formação de antocianidinas e outros flavonoides por hidrólise. Em

estudos quantitativos, a hidrólise das antocianinas poderia gerar resultados

superestimados da quantidade total de antocianinas presentes na espécie estudada,

principalmente se o método de análise empregado for espectrofotométrico por

quantificar somente antocianinas totais (REVILLA et al., 1998). É recomendado usar

ácidos fracos como o acético, fórmico e perclórico durante as extrações e deve-se

monitorar a acidez durante o processo. Com metanol, o ácido cítrico é o mais efetivo

ácido orgânico, seguido pelos ácidos tartárico, fórmico, acético e propiônico, nesta

ordem. Se o processo de extração envolver a água, os melhores ácidos são ácido acético,

cítrico, tartárico e hidroclorídrico (BRIDLE; TIMBERLAKE, 1997; XAVIER, 2004;

HARBORNE; GRAYER, 1988).

Alguns trabalhos têm empregado também o uso de acetona para extração de

antocianinas, com posterior secagem em rotaevaporador a 30°C (JING; GIUSTI, 2007;

McGHIE; ROWAN; EDWARDS, 2006). A principal vantagem da acetona como

solvente extrator seria a maior facilidade de secagem dos extratos após o término do

processo de extração, por se tratar de um solvente mais volátil e consequentemente

requerer uma temperatura de ebulição menor. Porém, a aplicação da acetona como

solvente extrator em rotina industrial não é vantajosa devido a maior toxicidade e

periculosidade quando comparada com solventes aquosos e alcoólicos (FAVARO,

2008).

O processo de extração de antocianinas de uvas em leito fixo, adotando metanol

como solvente, foi estudado por Mantell et al. (2002). Recentemente, um processo de

extração aquosa para antocianinas de girassol foi avaliado. Foi demonstrado que a

extração com água sulfurada (1000 ppm SO2) é melhor que a extração tradicional com

26

etanol:ácido acético:água. Também foi demonstrado que 1 hora de extração foi

suficiente para alcançar a extração completa dos pigmentos. Desta forma, sugeriu-se

que uma das possíveis razões para a melhora na extração com SO2 está na interação das

antocianinas com os íons HSO3-

, os quais aumentam a solubilidade e difusão das

antocianinas através da parede celular (GAO; MAZZA, 1996).

Em uma patente publicada pelo INETI (1994), é descrito um processo de

preparação de concentrados antociânicos para uso nas indústrias alimentícia,

farmacêutica e cosmética. O processo é caracterizado por usar água acidificada com

ácido cítrico (pH 1,0 a 3,0) para extração, possuir uma etapa intermediária de

tratamento enzimático (24 horas à temperatura ambiente) para redução do teor de

açúcares, seguido de filtração e/ou centrifugação para eliminar as impurezas sólidas e

concentração a pressão reduzida (secagem em spray dryer). O extrato purificado

apresenta um teor de açúcares inferior a 1%.

A EMBRAPA, por meio de Guimarães et al. (1984), realizou um estudo

utilizando processos de extração de antocianinas de resíduos do processamento de uvas

para obtenção de suco. Os métodos de extração utilizados foram a imersão e a

percolação com etanol:ácido clorídrico e água:dióxido de enxofre. Hilton et al. (1982)

descrevem um processo para a estabilização e purificação de extratos de antocianina. O

processo de purificação do extrato de antocianinas submete o extrato a ultrafiltração ou

diálise usando uma membrana semipermeável para separar os componentes de baixo

peso molecular, retendo os pigmentos de antocianina. O extrato concentrado é

submetido à troca iônica para remover os íons presentes. O extrato final obtido possui

grande estabilidade e reduzido potencial para o crescimento de leveduras.

O processo de secagem dos extratos é um fator muito importante e se faz

necessário por diversos motivos, como, dentre outros, a facilidade de armazenamento

do produto final (FAVARO, 2008).

3.7 Técnicas para Análise de Antocianinas

A quantidade e a identidade das antocianinas nos vegetais também estão

relacionadas a fatores genéticos e ambientais, como: condições de cultivo, tempo de

plantio, exposição à luz UV e método de colheita. Por esse motivo, a comparação de

teores de antocianinas dentre diferentes culturas de um mesmo vegetal, como frutas, ou

27

dentre culturas e vegetais diferentes pode gerar resultados bastante distintos. Estudos

indicam que, mesmo sob iguais condições de cultivo, crescimento e fertilização podem-

se observar variações de identidade e quantidade das antocianinas (SIRIWOHARN et

al., 2004; SYVACY; SÖKMEN, 2004).

A determinação exata de antocianinas é de importância significativa,

principalmente quando estas são utilizadas para fins farmacêuticos (VILLIERS et al.,

2009). Sua quantificação apresenta três problemas principais: a falta de estabilidade

desses compostos, a possibilidade de estarem sob a forma de copigmentação e a

interferência de outras moléculas na própria medida (ALBARICI et al., 2006).

Existem diversos métodos descritos na literatura para identificar e quantificar

antocianinas (totais ou individuais), dentre os quais se destacam as técnicas como

cromatografia em papel (CP), espectrofotometria, cromatografia líquida de alta

eficiência (CLAE), eletroforese capilar (CE), espectrometria de massas (MS) e

ressonância magnética nuclear (RMN). Estes métodos podem ser empregados, em

separado ou acoplados uns aos outros (MARÇO; POPPI; SCARMÍNIO, 2008; LEE;

RENNAKER; WROLSTAD, 2008; HARBORNE, 1994; PETRI et al., 1997; FULEKI;

FRANCIS, 1968; TIAN et al., 2005).

Quando se deseja realizar um estudo de detecção, a cromatografia em papel é

mais que suficiente. Entretanto, esta técnica não é muito utilizada por ser demorada e

dificultar a quantificação, além da não especificidade (MARÇO et al., 2008; HONG;

WROLSTAD, 1990).

Para um estudo mais elaborado, métodos baseados na espectrometria têm sido

muito utilizados. Pigmentos isolados foram estudados pela espectroscopia UV-visível.

Todos os flavonoides mostram alta absorbância na faixa de 250 a 270 nm (região UV)

e, particularmente as antocianinas, têm uma intensa absorção na faixa de 520 a 560 nm

(região visível). Isto tem sugerido que a absorção UV pode ser atribuída principalmente

ao anel A, enquanto que a absorção visível deve-se ao pirano e ao anel B, representados

na Figura 6. Todavia, apenas espectros de absorção no UV-Vis não geram informações

suficientes para uma investigação detalhada (VILLIERS et al., 2009).

28

Figura 6 - Estrutura química da antocianina

A absorção na região visível é a melhor ferramenta para observar o efeito de

copigmentação: os espectros visíveis das antocianinas mostram um efeito hipercrômico,

aumentando a intensidade do máximo observado e resultando em amostras mais

coloridas, acompanhadas de um deslocamento batocrômico (deslocamento da posição

do máximo de absorbância para um comprimento de onda menor) causado pelo efeito

de solvatação (BROUILLARD, 1983; BROUILLARD et al., 1991).

Por desejar-se conhecer mais profundamente a química desses compostos e

ainda identificá-los e quantificá-los em matrizes complexas, como extratos vegetais, a

cromatografia líquida de alta eficiência e a eletroforese capilar, ambas acopladas ou não

à espectrometria de massas, são as técnicas mais indicadas (MARÇO et al., 2008;

VILLIERS et al., 2009; COSTA et al., 2000). A cromatografia acoplada à

espectrometria de massas, como sistema de detecção, tem sido uma das ferramentas

mais poderosas de identificação de antocianinas (ZHANG et al., 2004); entretanto, em

razão da falta de padrões de referência e/ou do elevado custo dos padrões disponíveis,

torna- se inviável criar uma biblioteca de dados de espectro de massas para identificação

desses compostos (CANUTO, 2011).

A análise de antocianinas por eletroforese capilar (CE) é possível em razão

dessas espécies serem catiônicas em pH baixo, apresentando mobilidade quando

submetidas a um campo elétrico (LEE; HONG, 1992). Esta técnica vem sendo bastante

explorada por ser considerada uma técnica ambiental, já que utiliza pequena quantidade

de solventes, padrões e amostras (PETERSON et al., 2008), mas ainda é uma técnica

pouco desenvolvida neste tipo de análise. Em um estudo realizado para a análise de

antocianinas em morango, Comandini et al. (2008), verificaram boa performance da

técnica, entretanto, afirmaram que a cromatografia demonstrou menores limites de

29

detecção e quantificação, o que se torna viável quando se trata de análise de extratos

vegetais, onde na maioria das vezes, os compostos são encontrados em quantidades

ínfimas.

3.8 Efeitos Benéficos ao Organismo

Antocianinas têm apresentado um papel muito importante na fisiologia das

plantas, e são importantes para a indústria de alimentos e na saúde humana (WU;

PRIOR, 2005). Não se encontra nenhum relato na literatura sobre a toxicidade desses

compostos amplamente distribuídos no reino vegetal (MONDELLO, 2000). Inúmeras

pesquisas têm demonstrado que as antocianinas e suas respectivas agliconas

(antocianidinas) são compostos bioativos e que, dentre os vários efeitos fisiológicos,

possuem capacidade antioxidante (PATRAS et al., 2010; TIAN et al., 2005; LIMA et

al., 2006; LONGO; VASAPOLLO, 2006; FALCÃO et al., 2003; YANG; ZHAI, 2010;

KAHKÖNEN; HEINONEN, 2003) e propriedades anti-inflamatórias (TIAN et al.,

2005; LIMA et al., 2006; ROSSO et al., 2008; MAZZA, 2007). A eficiência protetiva

das antocianinas depende de sua estrutura química, bem como do grau de glicosilação e

do número de grupos hidroxilas ligados ao anel B (ROSSO et al., 2008).

São consideradas antioxidantes mais potentes frente aos clássicos, como o BHA

(terc-butil-4-hidroxianisol), BHT (2,6-di-terc-butil-4-metilfenol) e o-tocoferol

(MAZZA, 2007). A atividade antioxidante desses compostos está associada à

capacidade que possuem de doar hidrogênios e elétrons a radicais livres (KUSKOSKI et

al., 2004; KONG et al., 2003). A eficiência da ação antioxidante das antocianinas

depende da sua estrutura química e da concentração desses compostos presentes nos

alimentos; entretanto, essa quantidade está diretamente relacionada às condições

ambientais às quais os alimentos são submetidos, como pH do solo no qual foi

cultivado, grau de maturação do alimento, etc. (MELO et al., 2006).

Uma ampla definição de antioxidante é “qualquer substância que, presente em

baixas concentrações quando comparada a do substrato oxidável, atrasa ou inibe a

oxidação deste substrato de maneira eficaz” (SIES; STAHL, 1995). Biologicamente, os

antioxidantes são agentes responsáveis pela inibição e redução das lesões causadas

pelos radicais livres nas células. As moléculas orgânicas e inorgânicas e os átomos que

contêm um ou mais elétrons não pareados, com existência independente, podem ser

30

classificados como radicais livres (HALLIWELL, 1994). Essa configuração faz dos

radicais livres moléculas altamente instáveis, com meia-vida curtíssima e quimicamente

muito reativas. Os danos oxidativos induzidos nas células e tecidos pelos radicais livres

têm sido relacionados com a etiologia de várias doenças, incluindo doenças

degenerativas tais como as cardiopatias, aterosclerose e problemas pulmonares

(BIANCHI; ANTUNES, 1999).

As antocianinas também são capazes de promover a vasodilatação (ROSSO et

al., 2008; ALBARICI et al., 2006), atuam na prevenção da hiperglicemia, estimulam a

secreção de insulina, diminuem o risco de doenças cardiovasculares (PATRAS et al.,

2010; ROSSO et al., 2008) melhoram a adaptação da visão noturna e previnem a fadiga

visual (LIMA et al., 2006). Estudos também afirmam que esses compostos podem inibir

a proliferação de células humanas cancerígenas, originadas em diferentes partes do

corpo como: estômago, cólon, mama, pulmão e sistema nervoso central (PATRAS et

al., 2010; BORKOWSKI et al., 2005; LIMA et al., 2006; FALCÃO et al., 2003). São

tidos como compostos neuroprotetivos (MAZZA, 2007).

Vários trabalhos têm demonstrado as propriedades antioxidantes dos compostos

fenólicos e das antocianinas, sendo que os alimentos ricos nestes compostos podem

trazer benefícios à saúde. Kuskoski et al. (2006), trabalhando com polpas de frutas

congeladas e frutos tropicais in natura, verificou que a atividade antioxidante dos

mesmos é positivamente correlacionada com o conteúdo de antocianinas e polifenóis

totais. Ghiselli et al. (1998) isolou três diferentes frações de compostos fenólicos

contidas em vinho tinto e analisou a atividade antioxidante na inativação de radicais

livres e sobre o LDL humano in vitro. Segundo estes autores, as antocianinas tiveram o

maior poder antioxidante, porém não descartam uma ação sinérgica entre os compostos

fenólicos, pois os extratos isolados tiveram menor poder antioxidante do que o vinho.

31

4 MATERIAL E MÉTODOS

4.1 Os Locais e Épocas de Amostragem dos Produtos de Juçara

Foram realizadas amostragens dos produtos de juçara de dois locais do Estado

de São Paulo: o município de São Luiz do Paraitinga e o município de Natividade da

Serra.

O município de São Luiz do Paraitinga ocupa uma área de 617 km2, limita-se

com os seguintes municípios: Norte – Taubaté (SP), Sul – Ubatuba (SP), Leste –

Lagoinha (SP) e Oeste – Redenção da Serra (SP) e Natividade da Serra (SP), suas

coordenadas são: 23°13′23″ (latitude sul), 45º18′38″ (longitude oeste) e apresenta

altitude média de 742 m (SLP, 2013).

O município de Natividade da Serra limita-se com os seguintes municípios:

Norte – Redenção da Serra (SP), Sul – Caraguatatuba (SP), Leste – Aparecida (SP),

Oeste – Paraibuna (SP), Nordeste – São Luiz do Paraitinga (SP) e Sudeste – Ubatuba

(SP). O município apresenta uma altitude média de 720 m, suas coordenadas são:

23º22′33″ (latitude sul), 45º26'31" (longitude oeste) e ocupa uma área de 832,606 km2

(NS, 2013).

Foram colhidas as frutas in natura, provenientes de uma propriedade localizada

na cidade de São Luiz de Paraitinga – SP, em 11 de setembro de 2013, os frutos

estavam maduros, apresentavam coloração uniforme e foram acondicionados em

embalagens plásticas pretas e transportados ao Laboratório de Análise de Alimentos do

Departamento de Ciências Agrárias (DCA) da Universidade de Taubaté (UNITAU). Os

frutos são ilustrados pelas Figuras 7, 8 e 9.

A polpa congelada, safra de 2013, representada pelas Figuras 10 e 11, originária

de Natividade da Serra – SP foi transportada em embalagem lacrada, condicionada em

caixa térmica até ao laboratório de Análise de Alimentos do DCA/UNITAU.

A granola foi previamente produzida com as polpas de Natividade da Serra,

safra 2013, ilustrada pela Figura 12, e com polpa de São Luiz do Paraitinga, safra 2012.

Após o preparo foram armazenadas em embalagens próprias em temperatura ambiente.

Encaminhadas também ao laboratório do DCA/UNITAU. O suco foi preparado no

momento da análise utilizando a polpa congelada proveniente de Natividade da Serra.

32

Figura 7: Fruto Juçara



33

Figura 10: Polpa de Juçara

Figura 11: Polpa de Juçara

Figura 12: Granola com Juçara

34

4.2 Determinação de Antocianinas Totais

A determinação de antocianinas totais foi realizada segundo o método descrito

por Lees e Francis (1972), com algumas adaptações. Para esta quantificação, em

béqueres envoltos em papel alumínio, as amostras (fruto, polpa, granola, suco natural e

suco com limão) foram homogeneizadas com solução extratora a base de etanol

acidificado com ácido clorídrico e descansaram por uma hora a temperatura de

refrigeração, ou seja, aproximadamente 4°C.

Após esse período as amostras foram filtradas com auxílio de papel de filtro e os

resíduos lavados exaustivamente com a solução extratora até a remoção completa dos

pigmentos. Os filtrados foram coletados em balões volumétricos de 100 ml, aferidos

com a solução extratora, deixados em repouso no escuro por 2h a temperatura de

refrigeração e a absorbância foi medida a 535nm, em espectrofotômetro (modelo

Spectrum SP-1105) do Laboratório de Análise de solos e Nutrição de Plantas, usando

etanol para zerar o equipamento.

A quantificação de antocianina foi feita por meio da equação descrita abaixo e o

resultado expresso em equivalente da antocianina principal, cianidina-3-glucosídeo.

(

)

Onde: AT são as antocianinas totais expressas em mg da antocianina

predominante em 100g de amostra; Abs535 = é a absorbância do extrato filtrado lida a

535nm; PM é o peso molecular da cianidina-3-glucosídeo (449,2 g/mol); FD é o fator

de diluição dado pela razão entre o volume final da solução após a adição do tampão e

pelo volume da alíquota da amostra; é o coeficiente de extinção molar da cianidina-3-

glucosídeo em solução etanólica acidificada à 535nm, cujo valor é 26900L/cm.mg e 100

é utilizado para expressar o valor por 100 gramas de amostra.

4.3 Delineamento estatístico

Para a efetivação deste projeto, foram realizados ao todo 42 tratamentos para o

estudo da quantificação de antocianinas no fruto, polpa e produto processado (suco e

35

granola). Esses tratamentos foram separados em sete blocos cada um com seis amostras

com variação no fator de diluição conforme Tabela 2. Foram utilizadas seis diluições

diferentes a fim de identificar em qual se encontra a melhor leitura da absorbância e

assim a maior concentração de antocianinas totais em função da cianidina-3-gluosídeo.

Tabela 2 – Esquema do delineamento estatístico

Blocos (Produtos) Amostra (mL) Etanol (mL) Fator de Diluição

Fruto extraído com água

Fruto extraído com etanol

Polpa

Suco Natural

Suco com Limão

Granola 2013

Granola 2012

1,0 1,0 2,0

0,2 2,0 2,2

0,2 3,0 3,2

0,4 3,0 3,4

0,6 3,0 3,6

0,2 4,0 4,2

4.4 Análises dos Resultados

Os resultados foram submetidos à análise de variância e as médias comparadas

pelo teste de Tukey a 5% de probabilidade, utilizando o programa Assistat versão 7.0 de

2012.

36

5 RESULTADOS E DISCUSSÕES

Os valores médios de antocianina totais, em função da cianidina-3-glucosídeo,

extraídos do fruto, da polpa e dos derivados da polpa de Juçara em relação à diluição

utilizada estão na Tabela 3 que apresenta estatisticamente os resultados obtidos.

Verifica-se que a diluição 6 (4,20) resultou na obtenção de maiores teores de

antocianina extraídos, estatisticamente diferentes, em todos os produtos analisados

conforme apresentado na Tabela 4 e Figura 13.

37

Tabela 3: Concentrações de antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal cianidina-3-glucosídeo para os produtos.

Diluição

Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto

Fruto com Água Fruto com Etanol Polpa Suco Natural Suco com Limão Granola 2013 Granola 2012

1 (2,0) 7,765 f 7,431

f 55,862

f 106,038

f 114,053

f 5,010

f 0,334

d

2 (2,2) 8,501 e 8,122

e 65,590

e 116,664

e 125,469

e 5,541

e 0,380

cd

3 (3,2) 12,420 d 11,846

d 114,191

d 169,650

d 182,488

d 8,036

d 0,522

bcd

4 (3,4) 26,276 c 24,901

c 123,937

c 180,250

c 193,904

c 8,497

c 0,638

abc

5 (3,6) 36,181 b 35,624

b 133,667

b 190,878

b 205,304

b 8,999

b 0,742

ab

6 (4,2) 42,224 a 41,548

a 162,814

a 222,692

a 239,510

a 10,536

a 0,875

a

F 39138,026 12139,186 158983,399 116347,652 78728,705 961,606 12,911

CV % 0,590 1,070 0,160 0,140 0,170 1,520 17,390

dms 0,357 0,635 0,490 0,625 0,817 0,324 0,277

38

Figura 13 - Teor de Antocianina na melhor diluição (Diluição 06)

Ao submeter os teores de antocianinas extraídos na diluição 6 dos diferentes

produtos, constatou-se que o suco com limão apresentou os maiores teores

estatisticamente diferentes dos demais produtos, como pode ser verificado na Tabela 4.

Tabela 4: Antocianinas totais expressas em equivalente da antocianina principal

cianidina-3-glucosídeo para os produtos na melhor diluição

Produtos Fator Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto

Fruto com Água 4,20 42,224 d

Fruto com Etanol 4,20 41,548 e

Polpa 4,20 162,814 c

Suco Natural 4,20 222,692 b

Suco com Limão 4,20 239,510 a

Granola 2013 4,20 10,536 f

Granola 2012 4,20 0,875 g

F - 39138,026

CV % - 0,590

dms - 0,357

42,224 41,548

162,814

222,692 239,510

10,536 0,87467

y = -22,408x2 + 175,35x - 150,38 R² = 0,6764

Fruto comÁgua

Fruto comEtanol

Polpa Suco Natural Suco comLimão

Granola2013

Granola2012

An

toci

anin

a e

m m

g /

10

0 g

Produtos

Antocianinas Totais


Polinômio (Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto)

39

5.2 Teor de Antocianina no Fruto

Foram realizados dois tratamentos para o fruto da Juçara, o primeiro consistiu na

extração com água e o segundo com etanol. Os resultados são apresentados pelas

Figuras 14 e 15 e o tratamento estatístico para os dados estão nas Tabelas 5 e 6.

Figura 14 - Teor de Antocianina no Fruto da Juçara com extração com água.

Figura 15 - Teor de Antocianina no Fruto da Juçara com extração com etanol.

7,765 8,501 12,420

26,276

36,181 42,224

y = 7,6913x - 4,6917 R² = 0,9371

1 2 3 4 5 6An

toci

anin

a e

m m

g /

10

0 g

Diluição

Antocianinas Totais no Fruto


Linear (Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto)

7,431 8,122 11,846

24,901

35,624 41,548

y = 7,6043x - 5,0362 R² = 0,9343

1 2 3 4 5 6An

toci

anin

a e

m m

g /

10

0 g

Diluição

Antocianinas Totais no Fruto



40


cianidina-3-glucosídeo para a extração do fruto com água.

Diluição Fator Concentração de antocianina em mg / 100 g de produto

Diluição 1 2,00 7,76467 f

Diluição 2 2,20 8,50100 e

Diluição 3 3,20 12,41967 d

Diluição 4 3,40 26,27633 c

Diluição 5 3,60 36,18100 b

Diluição 6 4,20 42,22433 a

F - 39138,026

CV % - 0,590

dms - 0,357


cianidina-3-glucosídeo para a extração do fruto com etanol.


Diluição 1 2,00 7,43100 f

Diluição 2 2,20 8,12167 e

Diluição 3 3,20 11,84600 d

Diluição 4 3,40 24,90100 c

Diluição 5 3,60 35,62433 b

Diluição 6 4,20 41,54833 a

F - 12139,186

CV % - 1,070

dms - 0,635

A diluição 6 foi a que apresentou a maior concentração de antocianinas totais no

fruto, para a extração com água o valor foi de 42,224 mg.100g-1

e 41,548 mg.100g-1

para a extração com etanol. Valores estes estão próximos ao encontrado por Schultz

(2008) que realizou a quantificação de antocianinas no fruto da juçara e do açaí. Os

frutos apresentaram uma quantidade de 58,5 mg.100g-1

para a juçara e 18,4 mg.100g-1

para o açaí.

41

Quando comparada com o açaí, a juçara apresenta valores intermediários. Rogez

(2000) encontrou para o açaí o valor médio de 92,7 mg.100g-1

, dado esse superior ao

encontrado para a juçara nos diferentes tratamentos de extração, valor esse também

superior ao de Schultz (2008). Rogez (2008) utilizou em seu trabalho amostras frescas

do fruto, despolpadas momentos antes das análises o que favoreceu o alto índice de

antocianinas uma vez que a degradação enzimática e microbiana foi pequena. Para este

trabalho os frutos também estavam frescos, porém por causa do tempo transcorrido no

transporte da cidade de São Luiz do Paraitinga à Taubaté iniciou-se a degradação da

antocianina. Outro ponto importante a ser ressaltado é a utilização de diferentes

metodologias de análises, fato este que também influência nos valores encontrados.

Já Constant (2003) encontrou para o açaí teores mais elevados de antocianinas

do que os resultados do presente trabalho, aos de Rogez (2000) e aos de Schultz (2008).

Naquele estudo foram obtidos 127,33 mg.100g-1

de fruto, valor aproximadamente três

vezes maior que o da juçara.

Quando comparadas à uva a quantidade de antocianinas da juçara está dentro da

faixa de variação. O conteúdo de antocianinas em uvas tintas varia de 30 a 750

mg.100g-1

da fruta madura. Em uvas Concord varia entre 61 a 112 mg.100g-1

, enquanto

que uvas viníferas como Pinot Noir, Cabernet Sauvignon e Vincent apresentam

concentrações médias de antocianinas de 33, 92 e 439 mg.100g-1

, respectivamente

(MAZZA, 1995).

Já com relação à acerola, Lima et al. (2002) realizou um estudo e os frutos

apresentaram 26,23 mg.100g-1

e 14,11 mg.100g-1

, valores esses que se relacionam com

as médias encontradas nesse trabalho quando utilizando diluições inferiores. Na diluição

3 os valores médios encontrados foram de 12,420 mg.100g-1

e 11,846 mg.100g-1

, para

água e etanol respectivamente. E na diluição 4 os valores foram de 26,276 mg.100g-1

e

24,901 mg.100g-1

.

De acordo com Macheix et al. (1990), o teor de antocianinas pode ser

influenciado por fatores climáticos como temperatura e iluminação que, dessa forma,

dificultam a comparação entre diferentes cultivos de uma mesma fruta, e ainda mais

quando se deseja comparar frutas diferentes avaliadas em trabalhos realizados em

diferentes regiões, em épocas climáticas diferentes, com forma de cultivo diferente,

entre outros, justificativa essa plausível com os resultados obtidos e elucidados neste

estudo.

42

Outro ponto relevante é explanado por meio das equações de regressão linear,

elas apresentaram o coeficiente linear de Pearson (R2) de 0,94 para extração com água e

0,93 para extração com etanol, assim comprova-se que a diluição é um fator que influi

na concentração de antocianinas no produto fresco. O coeficiente (R2) apresenta uma

correlação positiva e alta, que é estatisticamente significativo, e constata que a partir do

aumento da diluição se dá o aumento da concentração de antocianinas totais nas

amostras.

5.3 Teor de Antocianina na Polpa

Os teores de antocianinas extraídas da polpa apresenta alta correlação positiva

com o aumento da diluição e segue uma distribuição linear conforme curva de tendência

ilustrada na Figura 16, seguindo o mesmo padrão apresentado pelo fruto.

Figura 16 - Teor de Antocianina na Polpa de Juçara.

A polpa de juçara apresentou teor máximo de 162,814 mg.100g-1

, representado

pela diluição 6, na Tabela 3 e 7 e na Figura 16.

55,862 65,590

114,191 123,937 133,667

162,814

y = 21,393x + 34,469 R² = 0,9464

1 2 3 4 5 6An

toci

anin

a e

m m

g /

10

0 g

Diluição

Antocianinas Totais na Polpa



43


cianidina-3-glucosídeo para a polpa.


Diluição 1 2,00 55,86167 f

Diluição 2 2,20 65,58967 e

Diluição 3 3,20 114,19100 d

Diluição 4 3,40 123,93700 c

Diluição 5 3,60 133,66700 b

Diluição 6 4,20 162,81430 a

F - 158983,400

CV % - 0,160

dms - 0,490

O resultado obtido apresenta-se inferior ao encontrado por Ribeiro et al. (2011).

Os autores analisaram o teor de antocianinas nas polpas de juçara e de açaí e alcançaram

os valores de 235,8 mg.100g-1

para a juçara e 32,32 mg.100g-1

para o açaí.

Quando comparado com os resultados obtidos por Fadden (2005) apud Iaderoza

et al. (1992), o conteúdo de antocianinas presentes em polpas de juçara também é

inferior ao encontrado na polpa dos frutos do açaizeiro e dos frutos do palmiteiro, sendo

que os valores obtidos são de 336 mg.100g-1

para o açaí e de 1.347 mg.100g-1

para a

juçara, valor esse muito maior que o apresentado neste trabalho.

Com relação a outros frutos, Kuskoski et al. (2006) analisou polpas de frutas

congeladas e detectou o teor de antocianinas em amora, uva, açaí, goiaba, morango e

acerola que foram respectivamente: 41,8; 30,9; 22,8; 2,7; 23,7; 16,0 mg.100g-1

. O

conteúdo de antocianinas em todas essas polpas foi inferior ao encontrado na polpa de

juçara.

A variação do conteúdo de antocianinas nas polpas pode ser elucidada por meio

das diferentes metodologias de análise. Giusti e Wrolstad (2001) propuseram que o

método de quantificação fosse feito por meio do emprego de dois comprimentos de

onda, esta técnica promove uma melhor avaliação do teor de antocianinas, pois a

diferença entre os comprimentos de onda fornece uma absorbância livre de compostos

de degradação, quantificando apenas as antocianinas. O mesmo não acontece com a

metodologia proposta por Fuleki e Francis (1968) ou por Lees e Francis (1972) pois,

44

nessas metodologias, emprega-se apenas um comprimento de onda, o de absorção

máxima. Devido a isso, pode-se promover uma superestimação do teor de antocianinas

encontrado, pois compostos de degradação também são quantificados.

A variação se deve também à instabilidade das antocianinas frente a fatores que

podem ocorrer durante o processo de despolpamento e congelamento da polpa, tais

como incorporação de oxigênio, incidência de luz e temperatura, conforme citado por

Ribeiro e Seravalli (2004).

5.4 Teor de Antocianina em Produtos Processados

Os produtos processados de juçara como o suco, tanto o natural como o

adicionado de limão, apresentaram os maiores conteúdos de antocianinas conforme

demonstrados estatisticamente pelas Tabelas 8 e 9 e ilustrados pelas Figuras 17 e 18. Os

resultados obtidos seguem o mesmo principio da correlação de Pearson, apresentando

R2 próximo de 1.


cianidina-3-glucosídeo para o suco natural.


Diluição 1 2,00 106,03770 f

Diluição 2 2,20 116,66430 e

Diluição 3 3,20 169,65000 d

Diluição 4 3,40 180,24970 c

Diluição 5 3,60 190,87779 b

Diluição 6 4,20 222,69170 a

F - 116347,652

CV % - 0,140

dms - 0,625

45


cianidina-3-glucosídeo para o suco com limão.


Diluição 1 2,00 114,05300 f

Diluição 2 2,20 125,46930 e

Diluição 3 3,20 182,48770 d

Diluição 4 3,40 193,90370 c

Diluição 5 3,60 205,30370 b

Diluição 6 4,20 239,50970 a

F - 78728,705

CV % - 0,170

dms - 0,817

Figura 17 - Teor de Antocianina no Suco Natural de Juçara.

106,038 116,664

169,650 180,250 190,878 222,692

y = 23,329x + 82,711 R² = 0,9465

1 2 3 4 5 6An

toci

anin

a e

m m

g /

10

0 g

Diluição

Antocianinas Totais no Suco



46

Figura 18 - Teor de Antocianina no Suco de Juçara com limão.

Os conteúdos de antocianinas nos sucos apresentaram os maiores resultados,

222,692 mg.100g-1

para o suco natural e 239,510 mg.100g-1

para o suco adicionado de

limão.

Quando comparados com os teores de antocianinas presentes em sucos de outras

frutas os valores encontrados nesta pesquisa estão dentro da faixa de variação.

Rapisarda e Giuffrida (1992) observaram valores muito mais altos para os teores de

antocianina presentes no suco de laranjas de diversas variedades. Foram observados

teores entre 196 e 274 mg.L-1

de antocianina, no suco dos frutos da variedade Moro;

entre 138 e 174mg.L-1

de antocianina, para o suco de Sanguinello Moscato, e entre 34 e

98mg.L-1

, para o suco de Tarocco.

Com relação ao suco de uva os valores são superiores, a concentração média de

antocianinas, encontrada por Mazza (1995), nos sucos de uva reconstituídos variou de

2,13 a 36,23 mg.L-1

e de 1,17 a 66,80 mg.L-1

nos sucos de uva simples. Cultivar,

maturidade, ano de produção e outros fatores ambientais afetam o conteúdo de

antocianinas das uvas e consequentemente do suco de uva.

As diferenças de concentrações entre as diversas marcas de suco também podem

ser explicadas por diferenças no processamento dos mesmos, principalmente no tipo e

tempo de extração, tratamento térmico, tratamentos enzimáticos e condições de

estocagem (SISTRUNK; GASCOIGNE, 1983).

114,053 125,469

182,488 193,904 205,304 239,510

y = 25,092x + 88,968 R² = 0,9464

1 2 3 4 5 6An

toci

anin

a e

m m

g /

10

0 g

Diluição

Antocianinas Totais no Suco



47

A diferença nos teores de antocianinas nos dois tratamentos aplicados para os

sucos (natural e com limão) se deve a alteração do pH do meio. As antocianinas são

mais estáveis em meio ácido, por isso o conteúdo no suco de juçara com limão

apresentou maior teor.

Para a granola, foram quantificados os teores de antocianinas em lotes de épocas

diferentes a fim de verificação a degradação do conteúdo por questões de luminosidade,

tempo de estocagem e presença de oxigênio. Os teores são representados pelas Figuras

19 e 20 e pelas Tabelas 10 e 11.

Figura 19 - Teor de Antocianina no Granola de Juçara, safra 2013.

5,010 5,541

8,036 8,497 8,999 10,536

y = 1,099x + 3,9232 R² = 0,9458

1 2 3 4 5 6An

toci

anin

a e

m m

g /

10

0 g

Diluição

Antocianinas Totais na Granola



48

Figura 20 - Teor de Antocianina no Granola de Juçara, safra 2012.


cianidina-3-glucosídeo para a granola 2013.


Diluição 1 2,00 5,00967 f

Diluição 2 2,20 5,54100 e

Diluição 3 3,20 8,03633 d

Diluição 4 3,40 8,49700 c

Diluição 5 3,60 8,99867 b

Diluição 6 4,20 10,53600 a

F - 961,606

CV % - 1,520

Dms - 0,324

0,334 0,380

0,522 0,638

0,742

0,875

y = 0,1116x + 0,1912 R² = 0,989

1 2 3 4 5 6An

toci

anin

a e

m m

g /

10

0 g

Diluição

Antocianinas Totais na Granola



49


cianidina-3-glucosídeo para a granola 2012.


Diluição 1 2,00 0,33400 d

Diluição 2 2,20 0,38000 cd

Diluição 3 3,20 0,52200 bcd

Diluição 4 3,40 0,63800 abc

Diluição 5 3,60 0,74200 ab

Diluição 6 4,20 0,87467 a

F - 12,911

CV % - 17,390

Dms - 0,277

O teores de antocianinas para a granola da safra de 2013 apresentou os maiores

teores, 10,536 mg.100g-1

quando comparada com a de 2012, que apresentou resultados

bem inferiores 0,875 mg.100g-1

. Dessa forma podemos colocar como pontos

importantes a questão da maneira de armazenamento, influência da luminosidade,

presença de oxigênio e tempo de estoque. Todos são fatores que influenciaram na

degradação das antocianinas presente nas granolas.

A fim de diminuir a perda da antocianina durante o processamento e

armazenamento da granola, pode-se alterar a tecnologia de preparação do produto; outra

maneira de manipular a polpa de juçara diminuindo a degradação dos teores de

antocianinas é a acidificação com ácidos orgânicos logo após o despolpamento,

garantindo dessa forma a estabilidade da molécula, já que esta é mais estável em meio

ácido; quanto ao armazenamento este deve ser ao abrigo da luz e em atmosfera

modificada, ou seja, isenta de oxigênio, para isso pode-se utilizar embalagens com a

coloração verde ou fumê e o produto deve ser embalado a vácuo.

Na literatura não foram encontrados estudos que apresentem teores de

antocianinas em produtos processados, o que dificulta a comparação deste com outros

trabalhos.

50

6 CONCLUSÃO

A avaliação dos teores de antocianinas totais em fruto, polpa e produto

processado, apresentou como maior resultado a antocianina presente em suco com

limão, a concentração foi de 239,510 mg.100g-1

e o menor resultado foi para a granola,

da safra de 2012, 0,875 mg.100g-1

.

Por meio das analises de quantificação dos teores de antocianinas totais estudou-

se o efeito da diluição na determinação e sua variação no fruto, polpa e produto

processado a partir da polpa. A diluição que favoreceu a melhor concentração foi a

diluição 6, para cada 0,2 mL de amostra a ser analisada utilizou-se 4 mL para realizar a

diluição.

Recomenda-se para estudos futuros sejam feitos testes com polpa de Juçara

embalada a vácuo e que sejam utilizadas também embalagens escuras (verde escuro ou

fumê) que impeçam a oxidação das antocianinas pela luz.

51

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64

ANEXOS

Anexo 1: Análises de variância para todos os produtos

Tabela 12: ANOVA para valores de AT presente no fruto (extração com água) em

mg.100g-1

.

FV GL SQ QM F

Tratamentos 5 3314,2515 662,8503 39139,0257 **

Resíduos 12 0,20323 0,01694

Total 17 3314,45474

** significativo ao nível de 1% de probabilidade (p < 0,01)

* significativo ao nível de 5% de probabilidade (0,01 =< p < 0,05)

Tabela 13: ANOVA para valores de AT presente no fruto (extração com etanol) em

mg.100g-1

.

FV GL SQ QM F

Tratamentos 5 3249,23508 649,84702 12139,1855 **

Resíduos 12 0,6424 0,05353

Total 17 3249,87747



Tabela 14: ANOVA para valores de AT presente na polpa em mg.100g-1

.

FV GL SQ QM F

Tratamentos 5 25385,80679 5077,16136 158983,40 **

Resíduos 12 0,38322 0,03194

Total 17 25386,19001



Tabela 15: ANOVA para valores de AT presente no suco natural em mg.100g-1

.

FV GL SQ QM F

Tratamentos 5 30187,82026 6037,56405 116347,65 **

Resíduos 12 0,62271 0,05189

Total 17 30188,44297



65

Tabela 16: ANOVA para valores de AT presente no suco com adição de limão em

mg.100g-1

.

FV GL SQ QM F

Tratamentos 5 34925,6062 6985,12124 78728,7049 **

Resíduos 12 1,06469 0,08872

Total 17 34926,67089



Tabela 17: ANOVA para valores de AT presente na granola (2013) em mg.100g-1

.

FV GL SQ QM F

Tratamentos 5 67,04316 13,40863 961,6059 **

Resíduos 12 0,16733 0,01394

Total 17 67,21049



Tabela 18: ANOVA para valores de AT presente na granola (2012) em mg.100g-1

.

FV GL SQ QM F

Tratamentos 5 0,66089 0,13218 12,9107 **

Resíduos 12 0,12285 0,1024

Total 17 0,78375



Tabela 19: ANOVA para valores de AT presente em todos os produtos em mg.100g-1

na diluição 6 (4,2).

FV GL SQ QM F

Tratamentos 6 188963,4329 31493,90549 543634,40 **

Resíduos 14 0,81105 0,05793

Total 20 188964,244



quantificaÇÃo de antocianinas no fruto, polpa e … de antocianinas... · 3.2 flavonoides 13 3.3...

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