control de calidad en la producción del bioetanol seminario de procesos 2013

Control de Calidad en la producción de Bioetanol a partir de material lignocelulósico 2014

0

2014

Natalia A. Monje Pinilla

Claudia Elizabeth Llanos

Control de Calidad en la

producción de Bioetanol a

partir de material

lignocelulósico

Prof: Dra.Mabel Sánchez

Natalia A. Monje Pinilla

Claudia Elizabeth Llanos

Seminario de Procesos


1

Universidad Nacional del Sur

Seminario de Procesos

Profesor: Dra. Mabel Sánchez

Alumnas:

Natalia Andrea Monje Pinilla

Llanos Claudia Elizabeth


2

Índice general

Introducción 4 1. Característica de la Materia Prima 6 Características generales del bagazo de la caña de azúcar 1.1 Composición Física 7 1.2 Composición Morfológica 8 1.3 Composición Química 8 1.4 Celulosa 10 1.5 Hemicelulosa 11 1.6 Lignina 12 1.7 Aspectos Generales del Etanol 13 1.8 Bioetanol en Argentina 15 2. Proceso Productivo 16 Descripción del Proceso Productivo 2.1 Etapas del proceso 17 2.2 Pretratamiento 19 2.3 Pre hidrólisis 19 2.3.1 Ácidos orgánicos 20

2.3.2 Compuestos fenólicos 21

2.3.3 Compuestos furanos 21

2.4 Detoxificación 21

2.5 Hidrólisis enzimática 22

2.6 Fermentación 25 2.7 Destilación y Deshidratación del producto 27 3. Control de calidad 28 CONTROL DE CALIDAD EN LA PRODUCCIÓN DEL BIOETANOL A PARTIR DE BAGAZO 3.1 Calidad 29 3.2 Puntos Críticos de Control (PCC) 29 3.3 Identificación de puntos de Control 30 3.4 Variables de procesos involucradas en PCC 33 3.4.1 Punto Crítico 1: Materia Prima 33 3.4.1.1 Celulosa 33 3.4.1.2 Hemicelulosa 34 3.4.1.3 Lignina 35 3.4.1.4 Tamaño de partícula 35 3.4.2 Punto Crítico 2: Pre hidrólisis 36 3.4.3 Punto Crítico 3 : Fermentación 37 3.5 Determinaciones Analíticas 38 3.5.1 Mediciones en línea 38 3.5.2 Cuadro de clasificación de mediciones directa (en línea) e indirecta (laboratorio) 38 3.5.3 Caracterización de la materia prima 40 3.5.4 Caracterización del material pretratado. 40 3.5.5 Caracterización en la pre hidrólisis 40 3.5.6 Determinaciones a realizar en el detoxificador 41 3.5.7 Determinaciones en la Hidrolisis enzimática 41 3.5.8 Determinaciones en Fermentador 41 3.5.9 Caracterización del producto final 41 4. Conclusión 43 5 .Bibliografía 44 ANEXOS 47


3

Anexo I 48 Anexo II 67

LISTA DE ANEXOS ANEXO I Determinaciones Analíticas

1.DETERMINACIÓN FÍSICO-QUÍMICA 48

Determinación de extractos 48

Determinación de sólidos totales 48

Determinación de cenizas 49

Determinación de carbohidratos estructurales 49

Determinación del contenido de holocelulosa 51

Determinación de celulosa y hemicelulosa 51

Determinación de cenizas 52 2. DETERMINACIÓN DE TAMAÑO 52 3.DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE MATERIA SECA Y HUMEDAD 53 4. DETERMINACIÓN DE LOS PRODUCTOS DE DEGRADACIÓN 53 5. DETERMINACIÓN DE ART (MÉTODO DNS) (EIO) 54 6. DETERMINACION DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA 54 7. DETERMINACIÓN DE ETANOL 55 8. CONTROL DE LA VIABILIDAD DE LAS ZYMOMONA 55 9. CONTROL DE CALIDAD DEL BIOETANOL 55 1.Importancia de cada propiedad 55

2.Caracterización del alcohol etílico anhidro combustible (AEAC) 57 Anexo II Datos experimentales

1. Descripción de la Metodología del ensayo 68 2. Control de la Fermentación 68 3. Resultados del ensayo 70 4. Conclusiones 70


4

Introducción

Los combustibles fósiles son la fuente primaria de energía en el mundo. Sin embargo, factores como

el carácter no renovable de los mismos, el agotamiento previsto de las reservas de hidrocarburos, el

constante aumento del precio del petróleo y la necesidad de preservar el medio ambiente han

impulsado la búsqueda de fuentes de energías alternativas basadas en recursos naturales renovables

y menos contaminantes.

Desde que se produjo la primera crisis del petróleo en 1973, se ha considerado la biomasa como una

fuente de energía alternativa al combustible fósil cuyo uso ha sido fomentado, en algunos países con

mayor éxito (Brasil). A nivel mundial en las últimas décadas se han promovido políticas de

preservación y cuidado del medio ambiente, entre las leyes impulsadas con este fin se encuentra el

corte de combustibles fósiles con un porcentaje entre el 5% y 10% de biocombustibles.

Los biocombustibles se clasificaron como de primera, segunda y tercera generación según la materia

prima que se emplea para su producción, que pueden ser plantaciones de especies comestibles (por

ejemplo: el maíz, la soja o el girasol), especies no comestibles y desechos industriales

respectivamente. En la Unión Europea se ha prohibido la producción de combustibles de primera

generación por desestabilizar el mercado alimentario y los desarrollos se han tornado a la búsqueda

de biocombustibles de tercera generación.

Las biomasas más estudiadas como materia prima para la producción de biocombustibles son la

paja, bagazo de caña de azúcar, RAC y residuos procedentes de las agroindustrias. Algunas ventajas

que presentan, frente al uso de los combustibles fósiles, son su fácil consecución, bajo costo y bajo

impacto ambiental. Ejemplos claros de estas iniciativas son las de los biocombustibles de origen

agrícola como el etanol y el biodiesel provenientes de recursos renovables (propuesta

medioambiental apta) que presentan una oportunidad para el crecimiento económico y social de las

zonas en las cuales su producción es factible.


5

En Argentina, la Resolución 56/2012 promulga la importancia que conlleva la inserción de los

biocombustibles al esquema energético nacional, para hacer frente a los desafíos de abastecimiento

de energía en el marco de una economía en crecimiento. Actualmente se encuentran inscriptas 208

empresas elaboradoras de biocombustibles que producen bioetanol o biodiesel (Secretaría de

Energía-Ministerio de Planificación Federal Inversión pública y Servicio) estas empresas cuentan a su

favor con promociones otorgadas por el gobierno y la ley de corte de combustibles, por la cual los

combustibles deben contener un 5% de biocombustibles. Cabe destacar que nuestro país ocupa el

primer lugar en la exportación de biodiesel, el cual proviene en gran parte del aceite de soja.

Uno de los principales biocombustibles líquidos producidos es el etanol, éste se puede producir con

una gran variedad de materias primas y su uso no está limitado en lo absoluto porque se puede usar

de forma pura o en mezclas con combustibles fósiles. La mayor parte del bioetanol se produce a

partir de jugos azucarados o melazas de ingenio azucareros, estos procesos generan efluentes con

elevada carga orgánica y actualmente no se cuenta con un tratamiento adecuado para la remoción

de dicha carga. Es por esto que la producción a partir de materiales lignocelulósico se presenta como

una gran oportunidad para la obtención de etanol.

El bagazo ha sido utilizado históricamente como combustible en la industria azucarera, y aún cuando

su valor calórico es relativamente bajo (1.850 kCal/kg), al ser comparado con otros combustibles

fósiles tradicionales, no hay duda de que constituye un valioso potencial energético, sobre todo, para

aquellos países que no tienen disponibilidades significativas de combustible, y a la vez son grandes

productores de azúcar de caña.

En el pasado los esquemas de producción de azúcar se calculaban energéticamente, de manera tal

que el bagazo sirviera de combustible para la generación de la potencia y el calor necesario en la

industria, con el mínimo o ningún sobrante, es decir con “0” bagazo residual. En la actualidad se

buscan esquemas energéticos y de procesos que aseguren la mayor cantidad de bagazo sobrante

para la producción de derivados y, sobre todo para generar electricidad que se aporta a la red,

sustituyendo fuel-oil y asegurando la venta de créditos de carbono con un material renovable en

cada zafra. En este sentido, se ha demostrado la posibilidad de satisfacer las demandas energéticas

de un central con casi la mitad del bagazo que se genera, por lo que el sobrante puede ser utilizado

como materia prima para otras producciones.

Por otra parte, la existencia cada vez menor de materiales fibrosos para ser empleados como materia

prima en la industria de derivados, y su carácter renovable, han estimulado también en las últimas

décadas un desarrollo acelerado de la utilización del bagazo en producciones de derivados [ICIDCA,

2000] siendo el de mayor interés el bioetanol.

Teniendo en cuenta las consideraciones antes descriptas este trabajo está orientado a establecer un

proceso estándar para la obtención de bioetanol a partir de bagazo de caña de azúcar y determinar

los puntos críticos en el proceso para realizar un control de calidad en la producción.


6

1. Características de la materia prima


7

CARACTERÍSTICAS GENERALES DEL BAGAZO DE LA CAÑA DE AZÚCAR

La biomasa lignocelulósica contiene valores medios de 38-50% de celulosa, 23-32% de hemicelulosa

y 15-30% de lignina y otros componentes extraíbles (Sierra y col, 2008). La utilización eficaz de estos

tres componentes es clave en la viabilidad económica del proceso de transformación de celulosa a

etanol (Vishnu Menon y Mala Rao, 2012).

El bagazo es el residuo lignocelulósico fibroso remanente de los tallos de caña, obtenido a la salida

del último molino del tándem azucarero, constituyendo un conjunto heterogéneo de partículas de

diferentes tamaños que oscilan entre 1 y 25 mm, presentando una fracción promedio de

aproximadamente 20 mm y una humedad entorno al 50%.

1.1 Composición Física

Desde el punto de vista físico el bagazo se constituye por fibra, sólidos solubles e insolubles. En la

tabla 1.1 se presenta la composición para el bagazo.

Tabla 1.1 Composición promedio del bagazo de caña de azúcar

Composición Porcentaje

Fibra o bagazo 45

Sólidos insolubles 2-3

Sólidos solubles 2-3

Agua 49-51

Se designa como fibra a la fracción sólida orgánica insoluble en el agua, presente en el tallo de la

caña de azúcar y que se caracteriza por su heterogeneidad desde el punto de vista químico y

morfológico. Esta fracción es la portadora de elementos estructurales que permiten el uso del

bagazo en la industria del papel.

Los sólidos inorgánicos están compuestos fundamentalmente por tierra, piedras y otras materias

extrañas, las características de la cosecha influyen en esta pequeña fracción. Los sólidos solubles

forman la fracción que se disuelve en agua, se compone básicamente de sacarosa y otras sustancias

químicas por lo que depende exclusivamente de la calidad de la materia prima.

El bagazo retiene agua a través de mecanismos de adsorción y capilaridad, este fenómeno

desempeña un papel importante en algunos procesos tecnológicos a los que se somete el bagazo

para su aprovechamiento como materia prima. La humedad del bagazo está en relación directa con

el alto nivel higroscópico de la médula, así como el alto nivel de porosidad en las partículas. De ahí su

gran capacidad de adsorción, entre 70 y 80% de humedad, sin agua libre.


8

1.2 Composición Morfológica

En primer lugar encontramos la epidermis, que es la capa fina que recubre todo el tallo y que lo

protege, abundan componentes no fundamentales de la caña de azúcar y que luego se clasifican en

el bagazo como “extractivos”.

Luego sigue la corteza, que se compone fundamentalmente de fibras de alto contenido de lignina.

Sus características principales son su ancha pared celular, longitud y rigidez, propiedades que la

hacen adecuadas para proteger el tallo de los efectos mecánicos y exteriores a la planta.

A continuación, se encuentra el área interior del tallo, compuesto principalmente de tejido

parenquimatoso, cuya función es la de almacenar jugo azucarado. La estructura del bagazo semeja la

forma de un tubo interno, lo que permite un rápido transporte del agua.

Las características, que se describieron anteriormente, favorecen la reacción de hidrólisis química, ya

que la presencia de este tipo de estructuras, facilita la difusión de agentes hidrolizantes.

1.3 Composición Química

El bagazo, al igual que todos los materiales lignocelulósicos, se compone de celulosa, hemicelulosa y

lignina como principales polímeros naturales. La celulosa y hemicelulosa componen la fracción de

carbohidratos del bagazo, la cual se designa como holocelulosa. La lignina se diferencia por ser un

polímero heterogéneo de carácter fenólico con diferentes grupos y enlaces químicos. En la figura 1.1

se observa de forma esquemática, la relación que existe entre estos tres compuestos y en la tabla 1.2

se presenta la composición para diferentes tipos de maderas y se incluyen ciertos residuos de la

industria como el bagazo mismo, la cascarilla de arroz, tallos de maíz, papel periódico entre otros.

Figura 1.1 Representación de la pared celular de los materiales lignocelulósicos.


9

La pared celular de las plantas está constituida por dos fases: la fase primaria o fibrilar formada

principalmente por celulosa que es un polisacárido cuyas moléculas son cadenas lineales de glucosa

(unidas por enlaces ß 1-4) que pueden alcanzar 4 µm de longitud. Le sigue la fase amorfa o

secundaria que está compuesta principalmente por las hemicelulosas y en tercer lugar está la

pectina. La pared celular secundaria también contiene lignina, que se une a la hemicelulosa mediante

enlaces de éster. Los diseños formados por las microfibrillas son muy variables. En la pared primaria

las fibrillas están entrelazadas, dispuestas aparentemente al azar (Figura 1.2 a); en la pared

secundaria están dispuestas paralelamente (Figura 1.2 b).

Figura 1.2 Pared celular del bagazo. a) Pared celular primaria y b) Pared celular secundaria

En la pared primaria dominan la matriz amorfa, formada por hemicelulosas y polisacáridos no

celulósicos. La fase fibrilar está reducida al 8-25%. En la pared secundaria domina la fase fibrilar

(celulosa, 60%) y la matriz amorfa está formada por hemicelulosas y lignina (30%), los compuestos

pécticos y las proteínas prácticamente desaparecen.

Las hemicelulosas revisten las fibrillas de celulosa y cristalizan con ella, uniéndolas. Los mucílagos de

la pared celular (por ejemplo del episperma de Linum) son especialmente ricos en polisacáridos no

celulósicos. Los compuestos pécticos están formados por moléculas de ácido péctico unidas entre sí

mediante puentes de Ca++. Las proteínas de la pared son ricas en los aminoácidos serina e

hidroxiprolina, y están ligadas con azúcares como arabinosa, glucosa y galactosa. Se cree que dichas

glucoproteínas actúan como elementos estructurales, porque forman cadenas que pueden ligar

entre sí otros componentes.

La diferencia en el porcentaje de cada polímero entre un material y otro, depende del tipo de

madera al que pertenezca, de la edad de la planta y en menor medida de la variedad de cada

material. El contenido de celulosa, hemicelulosa y lignina permite seleccionar la materia prima que

resulte más conveniente para cada proceso.


10

Tabla 1.2 Composición química de materiales lignocelulósicos

Material Lignocelulósico Composición (%)

Celulosa Hemicelulosa Lignina

Algodón (semillas) 89.0 5.0 0.0

Paja de arroz 32.6 19.2 8.5

Paja de trigo 46.3 27.0 14.2

Tallos de maíz 38.0 26.0 11.0

Bagazo de caña de azúcar 46.6 25.2 20.7

Papel periódico 45-55 25-40 18-30

Residuos de la industria del papel 60-70 10-20 5-10

Con relación a los demás componentes del bagazo, que en conjunto representan el 10%, se

encuentran los compuestos solubles en solventes orgánicos, tales como resinas, ceras, grasas, ácidos

grasos, flaconas y fenoles entre otros. El contenido de cenizas en el bagazo es del orden de 2–3%.

También se encuentran los compuestos solubles en agua como sacarosa y otros azucares.

1.4 Celulosa

La celulosa es la sustancia química más importante y el componente principal de la pared celular

(Fase fibrilar o primaria), es un homopolímero lineal de unidades de anhidro ß - (+) anhidro D-

glucopiranosa con uniones ß- 1- 4 glicosidica. La fibra de la celulosa tiene una estructura muy firme y

poco sensible a la degradación .Se encuentra dentro del grupo de carbohidratos de alto peso

molecular. Es insoluble en agua y en solventes orgánicos. Presenta resistencia apreciable al efecto de

agentes oxidantes, lo cual la diferencia del resto de los componentes químicos de la madera.

Químicamente la celulosa se define como un homopolímero de la D-glucosa. Su peso molecular

promedio está en el intervalo de 150 000 a 300 000. Según la tabla 1.2, la celulosa es el compuesto

con mayor porcentaje en el bagazo, al encontrarse en un intervalo del 38.0 – 49.9% y en general se

considera como el compuesto biológico de naturaleza polimérica más abundante de la naturaleza.

Sin embargo, solo una pequeña proporción de éste material se explota con fines comerciales, debido

a problemas técnicos que derivan de la estructura y características de la celulosa. En la figura 1.3 se

destaca la organización interna de la celulosa, la cual está formada por microfibrillas. La unidad

organizativa más simple es la protofibrilla, que a su vez se agrupan y originan la macrofibrilla.

Las fibras de celulosa presentan características comunes como:

• Las cadenas poliméricas de la celulosa muestran diferentes grados de ordenamiento unas con

respecto a otras.

• La fracción con menor grado de ordenamiento no muestra ninguna regularidad y se conoce como

región amorfa. Esta región presenta mayor facilidad de ataque químico o enzimático.


11

• La fracción con mayor grado de ordenamiento se conoce como región cristalina y es muy resistente

a la penetración de solventes, enzimas y reactivos.

Figura 1.3 a) Composición de la celulosa y su posición en la pared celular ,b) detalle de la celulosa y sus

principales constituyentes

La diferenciación de la celulosa en estas dos regiones permite reconocer la necesidad de realizar un

pretratamiento al bagazo con el objetivo de desestabilizar la región cristalina y lograr mayor grado de

hidrólisis. La molécula de celulosa presenta a lo largo de la cadena, moléculas de glucosa que

establecen un arreglo en donde los planos de los anillos de glucosa forman ángulos de 10°

aproximadamente, con respecto a la horizontal. Además, el arreglo en zigzag coloca al grupo

hidroxilo sobre el carbono 3, tan cerca del oxígeno de la glucosa vecina que se forman enlaces de

hidrógeno. Así se origina un anillo adicional que contribuye a impedir la rotación mutua de los

residuos de glucosa contiguos.

Una fibra elemental con una sección de 35 Å x 35 Å, contiene 40 moléculas aproximadamente. La

misma estructura reticular se encuentra tanto en fibras de celulosa de algodón y madera, como en

las paredes celulares de algas marinas.

1.5 Hemicelulosa

Las Hemicelulosas son polisacáridos no celulósicos [xilana, glucana, galactana, manana, fructana],

compuestos pécticos y glucoproteínas que pueden lignificarse. Revisten las fibrillas de celulosa y

cristalizan con ella, uniéndolas. Poseen un conjunto de características comunes:

• Solubilidad en solventes orgánicos.

• Reactividad frente a los ácidos.

• Descomposición en azúcares y furfural.


12

Las hemicelulosas, al igual que la celulosa, sirven como material de soporte de la pared celular de las

plantas. Están constituidos fundamentalmente por azúcares del tipo pentosa y hexosa como se

muestra en la Figura 1.4, que polimerizan entre sí y forman polisacáridos heterogéneos. Son

generalmente insolubles en agua, solubles en álcali y más fácilmente hidrolizables en ácido que la

celulosa. Estructuralmente se diferencian de la celulosa en que no son fibras, están ramificadas y

tienen masas moleculares más bajas, la mayoría tienen un grado de polimerización de 200.

Figura 1.4 Componentes de las hemicelulosas

Debido a la ausencia de cristalinidad, su bajo peso molecular y su configuración ramificada e irregular

absorben agua con facilidad. Esta cualidad contribuye para la movilidad interna y el aumento de

flexibilidad de las fibras, una reducción en el tiempo y energía requeridos para la refinación de la

pasta celulósica; y un aumento del área específica o de unión de las fibras.

Las hemicelulosas que más abundan en el bagazo son del tipo de las D-xilanas, pero también

contienen azúcares tales como las L-arabinosa, D-galactosa, Lgalactosa, D-manosa, L-ramnosa, L-

fructosa. Las cadenas poliméricas son cortas, el peso molecular promedio se encuentra en el

intervalo de 10 000 a 20 000. La facilidad que presentan las hemicelulosas al ataque químico con

respecto a la celulosa, las convierten en un factor de interés para la hidrólisis.

1.6 Lignina

La lignina es el tercer componente de importancia cuantitativa presente en el bagazo; es un polímero

aromático, heterogéneo, ramificado, de alta masa molecular, compuesta por unidades de

fenilpropano enlazadas en tres dimensiones. La unidad de fenilpropano consta básicamente de un

anillo aromático y de una parte alifática de tres átomos de carbono denominados α, ß y γ (alfa, beta y

gama), que contiene grupos fenólicos, grupos carbonilos, hidroxilos, carboxilos y grupos metoxilos.

En el mundo, cada año se generan por fotosíntesis 1011 – 1012 Ton de lignina. La lignina imparte

rigidez a la pared molecular, forma una estructura resistente a los impactos y a la compresión,

proporciona la impermeabilidad necesaria para conducir agua y sales minerales a la planta. Protege a


13

la celulosa y hemicelulosa del ataque enzimático microbiano, por ende, proporciona vida más larga a

los tejidos.

Figura 1.5 Componentes De La Lignina.

Los diferentes grupos se encuentran entrelazados por enlaces altamente estables, entre los cuales se

encuentran los enlaces carbono – carbono, enlaces del tipo alquil – aril y enlaces éter, entre otros. La

lignina no es un material de interés para la producción de azúcares, por lo cual debe retirarse

mediante la aplicación del pretratamiento al bagazo de la caña, sin embargo, al ser esta un

subproducto del proceso puede ser utilizada como combustible o comercializarse como materia

prima para la producción de poliuretano.

1.7 Aspectos Generales del Etanol

De fórmula C2H5OH, es un líquido transparente e incoloro, con sabor a quemado y un olor agradable

característico. Normalmente el etanol se concentra por destilación de soluciones diluidas. El de uso

comercial contiene 95% en volumen de etanol y 5% de agua. Ciertos agentes deshidratantes extraen

el agua residual y producen etanol absoluto.

Desde la antigüedad, el etanol se ha obtenido por fermentación de azúcares. Todas las bebidas con

etanol y casi la mitad del etanol industrial aún se fabrican mediante este proceso. La reacción de la

fermentación, está representada por la siguiente ecuación:

Dicho compuesto químico suele utilizarse como combustible, puro o como aditivo de la nafta en

diferentes proporciones, y su uso se ha extendido principalmente para reemplazar el consumo de

derivados del petróleo, mezcla que es conocida como gasohol o alconafta. Dos mezclas comunes son


14

E10 y E85, con contenidos de etanol del 10% y 85%, respectivamente y que son comercializadas en

algunos países de Europa, Estados Unidos y Sudamérica para vehículos flexibles.

El alcohol se usa con frecuencia en el sector farmacéutico (excipiente de cosméticos y

medicamentos) esto es gracias a que no sólo es un buen disolvente, sino que también es un potente

desinfectante. Por otro lado, es empleado como combustible a nivel industrial y doméstico. De forma

general a nivel industrial, no solo se quema para obtener energía, sino que también es un reactivo de

varias reacciones de interés. Sus principales propiedades se presentan en la tabla 1.3. Algunas de sus

ventajas y desventajas son:

Ventajas

o Puede ser producido a partir de fuentes renovables

o Es un combustible líquido que puede ser manejado fácilmente al igual que las naftas

o Presenta un alto índice de octanos

o Su combustión produce menos CO2 que la nafta

o Genera menos CO cuando se lo utiliza como aditivo en las naftas

o Posee baja toxicidad

o Resulta menos inflamable que los combustibles derivados del petróleo

Desventajas

o Presenta una menor densidad de energía que las naftas, tiene una capacidad energética igual

a 2/3 que la de las naftas

o Se incrementan las emisiones de óxidos de nitrógeno y aldehídos

o Presenta dificultades para encender en climas muy fríos

Tabla 1.3 Propiedades del Etanol

Parámetro Valor

Peso molecular 46.07

Punto de ebullición a 1 atm 78.3 ºC

Punto de congelación -114 ºC

Temperatura Crítica 243.1 ºC

Presión crítica 63 atm

Calor específico (vapor) 1.128

Calor de solución -2.3*105 J/kg

Calor de combustión -268.8* 10 5 J/kg

Calor de vaporización latente 8.37*105j/kg

Presión de vapor 43 mm Hg

Peso específico (15.56 ºC) 0.816


15

1.8 Bioetanol en Argentina

En la actualidad, cada litro de nafta súper o premium contiene entre un 4% y un 6% del

biocombustible. La intención del Poder Ejecutivo Nacional es elevar ese porcentaje para reducir las

importaciones de naftas que se realizan en el país y que deterioran el equilibrio de la balanza

comercial. Por esto se apunta a reemplazar parcialmente la importación de naftas, a través de un

mayor consumo de bioetanol procesado en el país.

Se estiman que en el 2014 habrá volumen disponible para cortar las naftas al 10%, un 3,5% más que

el porcentaje actual, lo que implicará una demanda de 58.000 m3/mes del carburante orgánico,

según las proyecciones de la Secretaría de Energía-Ministerio de Planificación Federal Inversión

pública y Servicio. En el año 2010 hubo un gran crecimiento para el mercado de los biocombustibles y

Argentina se convirtió en el principal exportador de Biocombustibles. Sin embargo, en este buen

momento del rubro, se presentan algunos condicionamientos coyunturales que obstaculizan la

participación en el mercado interno ya que todavía no se ha logrado acuerdo entre las compañías

petroleras y la Asociación de Fabricantes de Automotores (AdeFA), sobre el contenido de oxígeno del

bioetanol para implementar E10.

El tándem petrolero-automotriz alega que es inviable (la idea que está analizando el Gobierno

Nacional), desde un punto de vista técnico, inyectar un 10% de bioetanol para formar la mezcla. Por

su alto contenido de oxígeno, naftas con un elevado porcentaje de Etil-Terbutil-Eter (ETBE) y

bioetanol, distorsionaría el proceso de carburación. No obstante, a nivel mundial, la utilización de

ETBE se ha reducido en los últimos años debido a denuncias sobre sus presuntos efectos

cancerígenos, esto haría crecer la utilización de etanol para aumentar el octanaje de las naftas de

orígenes fósil como substituto del ETBE y de cierto modo obligaría a las empresas petroleras y

automotrices a utilizarlo.

Además de nueve ingenios radicados en el norte del país, se cuenta con tres destilerías a base de

cereales, fundamentalmente maíz, y se está planificando la apertura de dos plantas para el 2014. La

proyección es que en menos de una década, la Argentina estará en condiciones de abastecer un

programa de corte del 20%, que resulta muy necesario dado el crecimiento que ha tenido el

consumo de combustibles líquidos en las estaciones de servicio.


16

2. Proceso Productivo


17

DESCRIPCIÓN DEL PROCESO PRODUCTIVO

La producción de bioetanol a partir de materiales lignocelulósico es un proceso en el cual se

involucran biomasa, microorganismos, enzimas y equipos para dar como resultado el producto

deseado y otros compuestos químicos. Las reacciones que se presentan en este proceso son de

origen químico y biológico y las condiciones bajo las cuales se efectúa cada una de ellas deberán ser

controladas.

Por ser un proceso novedoso se está estudiando cada etapa que lo compone para determinar el

camino óptimo que dará la máxima producción de alcohol anhídrido y el mejor rendimiento de la

biomasa. Las etapas en las que se generan situaciones de compromiso y a las que se debe prestar

especial atención son: pre tratamiento, pre hidrólisis, hidrólisis enzimática y fermentación.

El bagazo de caña de azúcar es un material ligno-celulósico, obtenido en las centrales azucareras

como desecho, representando el 25% del total de la caña de azúcar procesada. Se han desarrollado

muchos tratamientos para hacer este material más susceptible a la sacarificación, que incluyen los

tratamientos físicos, químicos y enzimáticos.

Las etapas que conforman el proceso se desarrollaran a continuación junto con la selección de las

condiciones de operación de cada equipo.

2.1 Etapas del proceso

1. Pretratamiento, cuya función es hacer más susceptible y accesible el material para la etapa

posterior.

2. Prehidrólisis, que permite liberar las hemicelulosas que contiene el material.

3. Detoxificación, elimina inhibidores de la fermentación.

4. Hidrólisis enzimática, que libera la glucosa presente en los materiales lignocelulósicos.

5. Fermentación de las hexosas y pentosas para obtener etanol.

6. Separación y concentración del etanol.

En la figura 2.1 se presenta el diagrama completo del proceso con las etapas que lo componen.

Uno de los principales problemas vinculados a la producción de etanol, a partir de biomasas

lignocelulósicas, es el pretratamiento e hidrólisis de la materia prima. De su efectividad dependerá

que se obtengan altos rendimientos durante la conversión de los azúcares a etanol.

La fermentación se llevará a cabo con una cepa modificada del género de las Zymomonas, ésta

fermenta pentosas y hexosas lo cual permite un mayor rendimiento de alcohol.

En el próximo capítulo se analizaran los puntos críticos de este proceso. Estos puntos comprometan

la obtención de azucares fermentecibles y por ende la producción de bioetanol.


18

De

pó

sito

de

Áci

do

Pre

hid

rólis

isFi

ltra

ció

nH

idró

lisis

Enzi

mát

ica

Ferm

en

taci

ón

C. F

racc

ion

ado

raC

. Re

ctif

icad

ora

Me

zcla

do

r Fi

ltra

ció

n

Mo

lino

a b

ola

Cin

ta t

ran

spo

rtad

ora

P-4

De

toxi

fica

ció

n

P-1

7

Ve

nte

oFl

ash

Etan

ol 4

5 %

Tam

iz m

ole

cula

r

Etan

ol 9

6

H2O

Etan

ol 9

9.5

CO

2

Agu

a

Lign

ina

vin

aza

H2O

H2O

E-1

P-1

Fig

2.1

Pro

ceso

de

ob

ten

ció

n d

e B

ioet

ano

l a p

arti

r d

e b

agaz

o


19

2.2 Pretratamiento

El bagazo proveniente de los trapiches debe ser acondicionado para su uso en la obtención de

bioetanol. La materia prima se somete a una molienda húmeda con la cual se aumenta la superficie

de contacto con reactivos y enzimas. Además favorece la hidrólisis enzimática de la celulosa aun

cuando la molienda disminuye el índice de cristalinidad y el grado de polimerización de la celulosa.

El rango óptimo de tamaño necesario para aumentar la eficiencia de la siguiente etapa debe estar

entre 0,1 y 4 mm. Investigaciones han demostrado que el molino de bolas vibratorio causa un

incremento importante en la velocidad de hidrólisis ácida y enzimática de sustratos celulósicos

(Ferrer J.R et al, 2002) con lo cual el primer paso del proceso de producción es la molienda de la

materia húmeda utilizando este molino, omitiéndose así el paso de pre-secado del bagazo.

2.3 Pre hidrólisis

Luego de la molienda el bagazo pasa a la segunda etapa, esta permite que los rendimientos en la

hidrólisis de celulosa aumenten de menos del 20% de los rendimientos teóricos a valores mayores al

90% (Sanchéz Toro O., 2008). Para el pre-tratamiento de la biomasa se han propuesto y desarrollado

diferentes métodos, uno de ellos es la pre-hidrólisis con ácido sulfúrico diluido a altas temperaturas

que solubiliza y degrada la hemicelulosa en los azúcares que la componen. Simultáneamente puede

ocurrir la solubilización de una pequeña parte de la celulosa y también de la lignina.

Los principales productos de la hidrólisis en un medio ácido son de la celulosa: la celobiosa y glucosa,

mientras que de la hemicelulosa la xilosa. Las reacciones generadas en la hidrólisis ácida son muy

complejas, pues el sustrato está en fase sólida y el catalizador en fase liquida. Uno de los modelo que

se propone en la literatura está basado en reacciones de pseudo-primer orden irreversibles

homogéneas para la sacarificación o hidrólisis con H2SO4 (Aguilar Rivera , 2010).

El grado de hidrólisis y la velocidad del proceso dependen de muchos factores, entre otros del pH,

temperatura, concentración del ácido, concentración de la biomasa hidrolítica, tipo de materia

orgánica y tamaño de la partícula. La constante promedio está en la función de los primeros tres

factores que deberán controlarse para lograr un buen rendimiento de esta etapa.

Para la optimización del proceso el pre-tratamiento con ácido diluido se lleva a cabo en un batch en

el cual se introduce tanto la biomasa como el acido sulfúrico en una relación de ácido 1% y de

biomasa 10% w/w a una temperatura de 160°C por un tiempo de 60 minutos (tabla 2.1).

Una de las principales desventajas de los procesos con ácido diluido son la degradación de los

azúcares durante las reacciones y la formación de subproductos indeseables, por ejemplo ácido

acético, hidroximetilfurfural (HMF). Estos no sólo disminuyen el rendimiento global sino que,

también, actúan como inhibidores de la formación de etanol durante la fermentación, por lo que

deberán ser retirados o disminuidos hasta valores que no repercutan sobre el microorganismo

encargado de la fermentación.


20

Tabla 2.1 Condiciones Operativas de la pre-hidrólisis.

Pre-Hidrólisis

Temperatura 160 °C

Tiempo 60 min

Concentración de ácido 1 %

Concentración de masa 10 % w/w

Fig 2.2 Reacciones secundarias

2.3.1 Ácidos orgánicos

En el método de hidrólisis con ácido diluido se genera un gran número de ácidos alifáticos que son

originados por los extraíbles del bagazo, la degradación de la lignina y la degradación del azúcar

desde la hemicelulosa. El ácido acético es el que se encuentra en mayor porcentaje, el cual se

produce por la degradación del grupo acetil en los polisacáridos; en cambio el ácido levulínico y el

ácido fórmico son productos de la degradación de azúcares como manosa, galactosa y fructosa.

Se producen también algunos tipos de ácidos grasos como ácido hexadecanoico, ácido 9,12-

octadecadienoico, ácido oleico y ácido octadecanoico que en su mayoría provienen desde los

extraíbles de la madera. Además, se tienen ácidos alifáticos como ácido 2-metil-2-hidroxibutanoico,

ácido metilpropanodioico y ácido metilbutanodioico. En términos de concentración estos últimos

ácidos son menos importantes, ya que no afectan considerablemente a la levadura en la

fermentación alcohólica.


21

2.3.2 Compuestos fenólicos

Entre los compuestos fenólicos reconocidos se encuentran 3-metoxi-4-hidroxibezaldehido, ácido 4-

hidroxiacetofenona, vanillina, acetovanilina, ácido ferúlico, ácido vanilínico y ácido 4-hidroxibezoico.

Hay compuestos que son liberados mayormente por la degradación de la lignina. Estos son los

aldehídos fenólicos, el cual se reconoce como el mayor inhibidor de la fermentación.

2.3.3 Compuestos furanos

Furfural y 5-hidroximetil furfural (HMF) son productos de la descomposición de pentosas y hexosas,

res-pectivamente (ver Figura 2.2). Se ha reportado que el furfural es un fuerte inhibidor de las

levaduras. Una concentración de furfural de 1 g/l puede disminuir significativamente la tasa de

crecimiento (libera-ción) de CO2 y el número de células totales en la fase de fermentación.

HMF afecta la fermentación de forma similar que el furfural. Estudios reportan que la adición de 4

g/L de HMF disminuye en un 32% la tasa de producción CO2, la producción de etanol disminuye en un

40% y la tasa específica de crecimiento disminuye en un 70%. Cabe señalar que el efecto inhibidor

del HMF es menor que el furfural. Por otro lado, la tasa de conversión del furfural es mucho más

rápida que la del HMF, dado que la primera viene desde las pentosas y el segundo desde las hexosas.

2.4 Detoxificación

La detoxificación es la etapa que tiene como fin eliminar o disminuir la cantidad de agentes tóxicos

presentes en la fracción liquida resultante de la pre-hidrolisis. En esta etapa es necesario determinar

la concentración de cada uno de los compuestos al inicio de la etapa y al final de la misma. Tiene

como defecto que no solo se reducen los tóxicos sino también algunos azucares fermentecibles,

reduciéndose el rendimiento de alcohol obtenido (C.A. Cardona et al., 2010).

Existen varios métodos para la remoción de compuestos inhibidores como neutralización, overliming

con Ca(OH)2 , carbón activado, resinas de intercambio iónico y detoxificación enzimática. Solo

algunos de estos métodos pueden remover todas las sustancias tóxicas.

El overliming es un método de detoxificación que remueve parcialmente los tóxicos inhibidores como

furfural e hidroximetilfurfural (HMF), no obstante los ácidos orgánicos no ven afectada su

concentración. Éste método consiste en elevar el pH de la suspensión al rango de 10-12 y mantener

esas condiciones por un período de tiempo superior a los 15 minutos (Puwardi et. al, 2004).

Se han propuesto diferentes modelos cinéticos para describir la degradación de los azúcares y

furanos, el más efectico considera la reacción de los Ca2+ con los reactivos para formar complejos que

se convierten en productos o retornan a su forma original. El mecanismo de la reacción que describe

este modelo es el siguiente:


22

Dónde:

A reactivo (azúcar, HMF o furfural)

Z el catión Ca2+

{ZA} es el ion complejo Los complejos que se forman están indirectamente limitados por el pH del medio, pues a mayor pH

se tienen mayores pérdidas de azucares y formación de complejos (Martinez et al, 2000). En este

paso se genera una relación de compromiso y se deberá optimizar para saber cuál es la cantidad

apropiada de Ca(OH)2 a agregar.

La remoción de los tóxicos que se obtiene con este tratamiento puede observarse en la siguiente

tabla 2.2.

Tabla 2.2 Remociones por Overliming

Agente Tratamiento previo Remoción

Overliming con

Ca(OH)2

Hidrólisis

Ácida

Furfural (51%)

HMF (51%)

Comp. Fenólicos

(41%)

Furanos (45.8%)

Fenoles (35.87 %)

Ac. Acético (0%)

Las condiciones de trabajo en la detoxificación pueden observarse en la siguiente tabla.

Tabla 2.3 Condiciones operativas en el Detoxificador

Variables Detoxificación

Temperatura 30 ºC

pH 11

Tiempo 40 min

El pH luego debe ser ajustado a 5.5-6.5 con H2SO4 o HCl para ingresar al fermentador junto con el

líquido proveniente de la hidrólisis enzimática.

2.5 Hidrólisis enzimática

La celulosa obtenida del pretratamiento debe ser reducida a monómeros de glucosa (sacarificación)

para su posterior fermentación, esto puedo lograrse tratando al polisacárido con agentes químicos

(hidrolisis ácida) o enzimas. La reacción de descomposición de la celulosa puede observarse a

continuación, esta reacción tiene un rendimiento teórico de reacción de 1.1 glucosa/g celulosa.


23

Al emplear ácidos inorgánicos a temperaturas entre 200 y 240 ºC y 1.5% de H2SO4 o HCl, es inevitable

la formación de productos indeseables. Por esta razón, la hidrolisis de la celulosa se lleva a cabo

empleando enzimas denominadas genéricamente celulasas lográndose mejores rendimientos en la

fermentación, no hay degradación de glucosa, aunque el proceso se torne más lento.

Las celulasas son producidas por una variedad de bacterias y hongos aeróbicos o anaeróbicos,

mesófilos o termófilos, que son los mayores descomponedores del planeta. Estas proteínas actúan

sobre los enlaces beta 1-4 de la celulosa dando como resultado monómeros de glucosa. Las más

estudiadas son de origen fúngico, las cuales son segregadas como complejo celulolítico de hongos

que actúan sinérgicamente (Sanchez Toro, 2010). El sistema enzimático tiene tres diferentes tipos de

actividad que son:

1. Endo-β-glucanasas

β- (1,4)-glucanglucanohidrolasa

2. Exo-β-glucanasas.

a. β-(1,4)-glucancelobiohidrolasas

Celobiohidrolasa (CBH)

b. β-(1,4)-glucanglucanohidrolasas

Glucohidrolasa (GGH)

3. β- glucosidasa


24

Fig 2.3 Sistema enzimático de la celulasa

Las endoglucanasas representan el 20 % del total de proteínas del complejo. Estas actúan al azar en

el interior de la celulosa que ha sido previamente tratada, hidrolizando enlacesβ-(1,4) y generando

nuevos finales de cadena no reductores, no puede actuar sobre la celulosa cristalina, es por esto que

es necesario un buen pretratamiento que ataque la estructura del polímero.

La celobiohidrolasa actúa sobre los extremos no reductores de la cadena generados por la

endoglucanasa, liberando moléculas de celobiosa. Esta enzima tiene actividad sobre celulosa

cristalina y amorfa, y sobre celodextrinas, pero no actúa sobre derivados sustituidos ni sobre

celobiosa. La CBH constituye del 50-80% del complejo celulolítico y por último la glucohidrolasa se

encuentra en pequeña proporción y actúa sobre los extremos no reductores liberando unidades de

glucosa. Tiene actividad sobre celulosa amorfa, celo-oligosacáridos y CMC.

La β-glucosidasa hidroliza celobiosa y oligosacáridos de pequeño tamaño, y es absolutamente

necesaria para evitar la fuerte inhibición que sobre las endo y exoglucanasas produciría la celobiosa

si se acumulara en el medio de reacción.

Las condiciones de trabajo del reactor enzimático presentan en la tabla 2.4


25

Tabla 2.4 Condiciones Operativas de la hidrólisis enzimática

Reactor enzimático

Concentración de enzima 10 FPU*

tiempo 36hr

Temperatura 45 °C

pH 4,8

rpm >100

2.6 Fermentación

La fermentación alcohólica es un proceso biológico en plena ausencia de oxígeno originado por la

actividad microorganismos que procesan los hidratos de carbono para obtener como productos

finales: alcohol en forma de etanol, dióxido de carbono (CO2) en forma de gas y moléculas de ATP

que consumen los propios microorganismos en su metabolismo celular energético anaeróbico (fig

2.4).

En esta etapa los monosacáridos obtenidos en la hidrólisis y prehidrólisis son transformados en

etanol. Los microorganismos comúnmente empleados para la transformación de los azúcares

presentes en los hidrolizados son la E. Coli, ZymomonasMobilis, Sacharomyses Cerevisiae y

Pichiastipitis.

El proceso descripto emplea Zymomonas Mobilis ZM4-(pZB5) y sigue la vía metabólica que puede

observarse en la figura 2.4. Esta cepa presenta como principal ventaja la cofermentación de pentosas

y hexosas, con lo cual tiene mayor rendimiento en la producción de alcohol que la S. Cerevisiae y

como principal desventaja que al ser una cepa mutada su reproducción celular da cada vez menores

cantidades de ZM4 por lo que disminuye su capacidad de fermentar pentosas.


26

Fig 2.4. Metabolismo propuesto de la ruta pentosa fosfato y E-D en la recombinante Z. mobilis CP4pZB5

Otras ventajas que posee esta cepa en comparación con las levaduras, a nivel de laboratorio y planta

piloto, en fermentaciones por lotes son las siguientes:

Mayor captación de azúcar y mayor producción de etanol. Por poseer un transporte de fácil

difusión de azúcar, que se acopla con los genes codificantes de las enzimas piruvato de

carboxilasa y alcohol deshidrogenasa (Dimarco and Romano, 1985)

Menor producción de biomasa. Mientras las levaduras producen 2 moles de

adenosintrifosfato (ATP) por cada mol de glucosa a través de la vía Embden –Meyherhoff –

Parnas, las Z. Mobilis fermenta glucosa a través de la vía Entner– Doudoroff y produce solo 1

mol de ATP por cada mol de glucosa figura 2.4.

Mayor tolerancia al etanol. Esta bacteria puede logran concentraciones de etanol superiores

al 12% p/v en fermentaciones con glucosa. Esto se debe a los ácidos grasos como el ácido

mirístico, palmítico y cisvacénico, presentes en mayor proporción las típicas bacterias Gram

(-). Entre los fosfolípidos, el fosfotidiletanolamina es el más abundante en Zymomonas, así

como la presencia de hopanoides, cuya estructura es muy similar a la de los esteroles y que

juegan un papel muy importante para la estabilidad de las membranas enlas levaduras

(Gunasekaran and Chandra, 1999).

Mayor manipulación genética. Al ser una procariota, el genoma de la Zymomona mobilis presenta menores complicaciones si se compara con levaduras.

De datos experimentales se observa que para las zymomonas el metabolito de preferencia es la

glucosa, en la Fig 2.3.1 se observa que al partir de una concentración de 10 g/l de ambos sustratos la

fermentación se completa en 15 horas para la glucosa, mientras que en ese período la xilosa logra

una conversión próxima al 40% (anexo II).

Las condiciones de fermentación para la cepa recombinante (Joachimsthalet al.,2000) pueden

observarse en la siguiente tabla:

Tabla 2.5 Condiciones operativas del fermentador


27

Reactor enzimático

Concentración 65 g/l de glucosa

65 g/l de xilosa

Temperatura 30 ºC

pH 5.0 - 5.5

Rpm 200

Tiempo 24-48 hr

Los rendimientos teóricos dan resultados del 92-94%, los resultados experimentales al trabajar en

estas condiciones dan rendimientos de 64 g/l de etanol.

2.7 Destilación y Deshidratación del producto

La última etapa de la obtención de bioetanol es la purificación del mismo. El etanol forma con el

agua un azeótropo binario de mínimo punto de ebullición a 78,17 °C (1 atm) con un contenido en

peso de 95,6 %. La destilación ordinaria del mismo no conduce a la obtención del etanol absoluto,

pues su punto de ebullición es 78,4 °C superior al del azeótropo.

La destilación es la operación de separar, mediante calor, los diferentes componentes líquidos de

una mezcla (etanol/agua). Una forma de destilación, conocida desde la antigüedad, es la obtención

de alcohol aplicando calor a una mezcla fermentada.

El primer paso en la purificación del producto proveniente de la fermentación es el retiro de dióxido

de carbono. Esto se realiza mediante absorción en una torre de venteo (25 etapas, 48% ef.), la

corriente de tope está formada por CO2, agua y un poco de etanol. Luego se somete a la mezcla a

una separación flash, donde los fondos están compuestos por una mezcla acuosa de celulosa y la

hemicelulosa que no fue hidrolizada y los azucares que no se fermentaron, esta corriente recibe el

nombre de vinazas y son enviadas al sistema de tratamiento de agua; el 99,5% del etanol se retira en

la corriente de tope del flash en una mezcla gaseosa del 20,4 % m/m de etanol y se alimenta al

sistema de destilación.

La destilación se realiza en dos torres que trabajan a presión menor de 110 kPa.La primera es la Torre

Fraccionadora (6 etapas, 48% ef.), con el alimento ingresando por el plato 3. Se utiliza un

condensador total y el destilado es una solución de etanol al 55% m/m. La corriente de fondo es agua

que puede ser reutilizada en el proceso. El destilado es alimentado a la Torre Rectificadora (48

etapas, 59% ef.) con el alimento ingresando por el plato 22. Se utiliza un condensador con reflujo

total y el destilado tiene una pureza del 94,5% m/m de etanol. La corriente de fondo es agua que

puede ser reutilizada en el proceso. El destilado en fase vapor es alimentado al sistema de

deshidratación con tamices moleculares.

Para obtener el etanol con una pureza de 99,5% , requerida para la utilización del etanol como

combustible se utiliza un tamiz molecular. Las especificaciones de las condiciones de operación del

tamiz son propiedad del fabricante, pero el proceso es el siguiente: el vapor procedente de la


28

columna de rectificación se sobrecalienta a 115ºC y se pasa por el tamiz molecular que opera en

adsorción, las moléculas de agua son más pequeñas que las de etanol y quedan retenidas en los

poros de la resina mientras el etanol fluye a través de la misma. El vapor obtenido tiene una pureza

del 99,5% que es la requerida para utilizarse como combustible. Para regenerar el tamiz, se recircula

a vacío una pequeña corriente de etanol puro que arrastra el agua retenida, el producto de ésta

regeneración es una corriente que contiene cerca del 28% en agua, que se recircula a la Torre

rectificadora. Esta tecnología es llamada Pressure Swing Adsorption (PSA), y utiliza dos lechos

gemelos: mientras uno está adsorbiendo, el otro se va regenerando. Se escogió ésta tecnología

puesto que en el trabajo de Cardona et al. se establece como la mejor entre las analizadas.


29

4. Control de calidad


30

CONTROL DE CALIDAD EN LA PRODUCCIÓN DEL BIOETANOL A PARTIR DE BAGAZO

La producción de Bioetanol presentan varias dificultades para su monitoreo y control. La falta de

robustez de los sensores en línea para medir variables claves, tales como la biomasa o la

concentración de producto, se han considerado como una seria desventaja para la implementación

de algoritmos de control y optimización. Si bien se utilizan diversas técnicas para medir las

concentraciones de biomasa y productos de manera directa, estas mediciones son aún caras y poco

robustas para procesos en gran escala. Además las mediciones de laboratorio tienen una frecuencia

de muestreo baja y su retraso compromete la eficacia del control.

3.1 Calidad

Existen diferentes definiciones de la calidad, girando todas ellas alrededor de un punto fundamental,

que es la aptitud del producto para el uso o servicio, desde el punto de vista del cliente.

La American Society for Quality Control –ASQC toma el concepto de la calidad como: la totalidad de

requisitos y características de un producto o servicio que determinan su capacidad de satisfacer

determinadas necesidades.

El control de calidad es el proceso de regulación a través del cual se puede medir la calidad real,

compararla con las normas o las especificaciones y actuar sobre la diferencia. Este concepto engloba

las acciones que se realizan para asegurar que el producto cumpla con los requisitos especificados, la

producción del mismo sea óptima y la materia prima que se emplee sea la mínima posible.

El control de calidad no solo se refiere a proceso y producto sino también a la gestión, como pilar

fundamental, para la implementación de tareas. Algunas ventajas de establecer procesos de control

de calidad son:

Muestra el orden, la importancia y la interrelación de los distintos procesos de la empresa.

Se realiza un seguimiento más detallado de las operaciones.

Se detectan los problemas antes y se corrigen más fácilmente.

3.2 Puntos Críticos de Control (PCC)

La determinación de los puntos críticos de control, según la FAO, constituye un principio del Análisis

de Peligro y Puntos Críticos de Control (APPCC) y se define como: la fase en la que puede aplicarse un

control y que es esencial para prevenir o eliminar un peligro relacionado con la inocuidad de los

alimentos o para reducirlo a un nivel aceptable. Si bien este concepto está orientado a la calidad

alimentaria que un producto debe tener, igualmente es útil para todo proceso que tiene como

objetivo producir productos que deben cumplir índices de calidad estrictos para su posterior

comercialización.


31

Generalizando el concepto se podría decir que un PCC es la fase en la que puede aplicarse un control

y que es esencial para prevenir o eliminar un peligro relacionado con las características del producto

final.

Para poder determinar los PCC se precisa un modo de proceder lógico y sistematizado, como el uso

de un árbol de decisiones, el cual es una secuencia de preguntas hechas para determinar si un punto

de control es PCC o no lo es. En cada una de las etapas, el árbol de decisiones, se debe aplicar a cada

uno de los peligros identificados y a sus medidas preventivas. Si se determina la existencia de un

peligro en una fase y no existe ninguna otra medida preventiva que permita controlarlo, debe

realizarse una modificación del producto o proceso que permita incluir la correspondiente medida

preventiva.

Este árbol de decisiones se aplicará con flexibilidad y sentido común, sin perder la visión del conjunto

del proceso de fabricación.

Fig 3.1. Árbol de decisiones de Puntos Críticos de Control

3.3 Identificación de puntos de Control

La determinación de los puntos críticos del proceso se llevó a cabo teniendo en cuenta la bibliografía

y comprobándolos en el árbol de decisión. Niklitschek (2010) menciona los factores críticos que


32

afectan la producción de bioetanol, y señala que los más importantes son: la materia prima a utilizar,

el tipo de pretratamiento aplicado y la estrategia de fermentación adoptada.

En primer lugar, el tipo de materia prima especifica la proporción de celulosa y hemicelulosa que la

componen (PCC 1). Los sensores desarrollados para medir propiedades de la biomasa no son muy

robustos, por lo que la mayoría de las características de la biomasa se hacen fuera de línea y con una

frecuencia baja, lo que entorpece el control. Esta primera información define cuáles son los azúcares

teóricos máximos que en la fermentación pueden convertirse en alcohol y permiten analizar la

eficiencia global del proceso.

En segundo lugar, el tipo de pretratamiento (PCC 2) define, en un principio, los azúcares efectivos

que estarán disponibles para la posterior fermentación. Así, el principal objetivo que tiene la etapa es

la de aumentar el área de exposición de las fibras de celulosa para una posterior hidrólisis enzimática

de estos polisacáridos.

Finalmente, la estrategia de fermentación (PCC 3) define cómo los azúcares disponibles en el

material pretratado son generados y asimilados por el microorganismo escogido para producir

etanol. El microorganismo seleccionado influye en la concentración de alcohol obtenido, pues este

variará según la tolerancia del mismo a ese producto, su capacidad de fermentar pentosas o

hexosas, o ambas.

Estas tres etapas dependen de la cantidad inicial de celulosa y hemicelulosa presente en la materia

prima, de las extracción de los azucares fermentecibles, y por último de la conversión de estos a

alcohol, todas estas etapas influyen en las características del producto final.

En la siguiente figura se puede observar la localización de los PCC y las etapas que se comprometen

al no obtener los rendimientos esperados en algunos de estas. Así, una mala molienda influirá en el

área de contacto que tendrá la celulosa con los agentes químicos y luego con las enzimas, por lo que

la cantidad extraíbles de monómeros de glucosa disminuirá y con esto la producción de alcohol. Este

análisis se realizará de manera más detalla en la sección 3.4.


33

Fig

3.2

Pu

nto

s C

ríti

cos

del

Pro

ceso

de

Ob

ten

ció

n d

e B

ioet

ano

l


34

3.4 Variables de procesos involucradas en PCC

Los puntos críticos definen variables sobre las cuales se deberá tener un control estricto para lograr

la máxima eficiencia global del proceso. Muchas de esas variables se relacionan con el rendimiento

de otras etapas del proceso, teniendo en cuenta esto se analiza la influencia de las variables

correspondiente a puntos críticos en las etapas del proceso.

3.4.1 Punto Crítico 1

Caracterización físico química

Con los datos provenientes de la caracterización se puede tener una idea de la calidad de la materia

prima con la que se cuenta. La proporción de la celulosa y hemicelulosa se determina para tener una

cuantificación teórica de los ART que ingresarán al fermentador. A su vez el porcentaje de lignina

que conforma la materia prima guarda relación con el contenido de fenoles, los cuales disminuyen el

rendimiento de la fermentación.

Variables: celulosa, hemicelulosa y lignina

3.4.1.1Celulosa

Por el contrario, una baja proporción de celulosa implica una disminución de glucosa en la entrada lo

que dará una menor producción de alcohol.

Celulosa • Aumento ↑

Pretratamiento •no influye

Detoxificación •disminuye el caudal de ingreso

Hidrolisis Enzimatica

•↑ contenido C6O6H12

•↑ concentración de enzimas para la hidrolisis

Fermentación

•↑ los ART: controlar la relación glu/l

•↑%et : controlar para evitar inhibiciones

Mayor producción de alcohol


35

3.4.1.2 Hemicelulosa

El aumento de hemicelulosa produce un aumento en la proporción de xilosas que son fermentables

por una vía metabólica más extensa que las glucosas.

Aún cuando el microorganismo puede fermentar ambos sustratos tendrá preferencia por las

hexosas. Esto puede observarse en las curvas de concentración del Anexo II, donde se aprecia que la

glucosa es consumida en las primeras horas y la xilosa no termina de consumirse hasta acabado el

ensayo.

Por lo que se concluye que la producción de alcohol disminuirá cuando aumente la proporción de

hemicelulosa.

Hemicelulosa •Aumento ↑

Pretratamiento •↑ hidrolizada en esta etapa

•↑ % de tóxicos

Detoxificación •↑ caudal de ingreso


•↓ contenido C6O6H12

•↓ enzimas necesarias

Fermentación •↑ los azucares de C5

¿Menor producción de alcohol?


36

3.4.1.3 Lignina

La disminución de la lignina implica un mayor contenido de azúcares para la fermentación.

Para la selección de materia prima se tiene en cuenta el análisis de los componentes

constitucionales, pues siempre convendrá aquella que tenga el máximo contenido de celulosa y

mínimo de lignina.

El aumento de lignina no solo implica una disminución de los azúcares reductores sino también

menor accesibilidad de la enzima a la celulosa.

3.4.1.4 Tamaño de partícula

Al disminuir el tamaño aumenta del área de contacto con reactivos y enzimas lo que da mejores

rendimientos en las etapas de pre hidrólisis e hidrólisis enzimática, por esto al bagazo proveniente de

los trapiches azucareros se lo somete a la molienda en el molino a bolas.

Variable: tamaño de partícula

Lignina • ↑ Aumento

Pretratamiento •↑ Concentración de fenoles

Detoxificación •↑ Tóxicos a la entrada.


•más solidos que dificultan la hidrolisis enzimática

•↓ Rendiminto de la etapa

Fermentación •↓ ART

Menor producción de alcohol


37


Prehidrólisis

En la etapa de la pre hidrólisis debemos tener mayor cuidado en que se mantengan las medidas de la

temperatura y concentración de ácido, ya que la variación de las mismos influyen altamente en la

formación de compuestos inhibidores y el rendimiento de la etapa

Variable: temperatura y concentración de ácido

Las dos variables analizadas tienen el mismo efecto sobre las etapas por lo que se analizara una de

manera indistinta.

Tamaño de partícula

•↓ de tamaño

Pretratamiento •mejor rendimiento por

mayor área de contacto

Detoxificación


•↑ facilidad para el contacto enzima-celulosa

•mejor rendimiento de la etapa

Fermentación •↑ ART más ↑ % de et

Mayor producción de alcohol


38

La disminución de la temperatura y concentración de ácido provoca una disminución en el

rendimiento de la prehidrólisis pues en la materia prima no se generan sitios para que la enzima

hidrolice al polímero. En estas condiciones las etapas de prehidrólisis e hidrólisis enzimática

disminuyen su eficiencia por lo que los azucares que llegan a la fermentación son menores. Con esto

queda demostrado que se genera una situación de compromiso, la cual se deberá optimizar para

buscar las condiciones óptimas de trabajo.


Fermentación

Variables: temperatura, pH, %etanol, % ART a la entrada y salida

Temperatura y pH : se deben trabajar en los adecuados para la bacteria, de no ser asi los

rendimientos de esta etapa disminuirán por lo que se obtendrá menor cantidad de etanol

% Azúcar (entrada-salida): A la entrada se debe controlar para q no lise a la bacteria, y a la

salida para asegurar la máxima conversión de este a etanol.

% Etanol: se debe controlar para no superar los límites de tolerancia del microorganismo

A partir del análisis realizado se plantean cuales son las determinaciones necesarias a realizar para

tener un control del proceso a partir de los cambios que estas variables puedan tener. Algunas

pueden realizarse en línea lo cual permite un mejor control del proceso, mientras que las que se

realizan en laboratorio tienen un tiempo de retraso en la devolución de la información con lo cual

comprometen la eficacia del control.

↑Temperatura ↑Concentracion Ac.

Pretratamiento •↑ inhibidores

Detoxificación •↑ Caudal de

entrada

•↑ % de inhibidores

Hidrólisis Enzimatica

•celulosa más accesible para la enzima

Fermentación

•↑ concentración de glucosa y xilosa

•↑ ac. orgánicos

•↓ rendimiento x inhibición de las bacterias (↑ inhibidores)

Menor producción de

alcohol


39

3.5 Determinaciones Analíticas

El análisis químico juega un papel muy importante, tanto en el establecimiento y mantenimiento de

la calidad de los productos, como en la industria. Los métodos o técnicas utilizadas pueden variar de

acuerdo al estado de la materia que se analiza. Es importante señalar que el análisis nos lleva a

determinar la calidad de un producto, por lo que es necesario conocer las técnicas y métodos que

permiten cuantificar las características del material analizado.

3.5.1 Mediciones en línea

Las mediciones en línea permiten tener un control estricto de las variables de interés, con estas se

puede hacer un seguimiento continuo del producto a lo largo del proceso. Las medidas se comparan

con los valores deseados (set point) alcanzándose así un proceso controlado con un producto final

que cumple con los índices de calidad requerido. Además las mediciones permiten inferior variables

que se miden periódicamente y detectar tempranamente una falla, de manera de poder tomar

acciones correctivas sobre estos antes de que salga de la empresa.

3.4.2 Cuadro de clasificación de mediciones directa (en línea) e indirecta (laboratorio).

Como se ha comentado las determinaciones se pueden realizar directamente sobre el proceso

aplicando instrumentos de medición como termocuplas, ph-chímetros, sensores de concentración de

azúcar o en laboratorio. A continuación se presenta una tabla en la que se clasifican las

determinaciones a realizar

Tabla 3.1 Determinaciones analíticas para el control del proceso

Determinaciones en laboratorio

Determinaciones on-line

Humedad Sensor de humedad

Caracterización fisico-química pH: reactores, detoxificador

Tamaño de partículas Temperatura en distintos puntos del proceso

Composición de HC (celulosa, hemicelulosa, lignina)

Presión en la etapa de destilación

Azucares Reductores Totales (DNS)

Grados Brix:

Caracterización del producto final

Sensor de etanol : % etanol

Las técnicas utilizadas para las mediciones en laboratorio se encuentran en el ANEXO I. En la

siguiente figura pueden observarse las determinaciones que se realizan.

http://www.monografias.com/trabajos15/mantenimiento-industrial/mantenimiento-industrial.shtml

http://www.monografias.com/trabajos16/industria-ingenieria/industria-ingenieria.shtml

http://www.monografias.com/trabajos6/juti/juti.shtml

http://www.monografias.com/trabajos12/elproduc/elproduc.shtml


40

De

pó

sito

de

Áci

do

T, p

HEt

%A

z

Filt

raci

ón

T, p

H

Ce

lulo

sa

Hid

rólis

isEn

zim

átic

aFe

rme

nta

ció

nM

ezc

lad

or

Filt

raci

ón

Mo

lino

a b

ola

Cin

ta t

ran

spo

rtad

ora

P-4

T, p

H

%A

z

% T

óxi

cos

Enzi

ma

%A

z

% T

óxi

cos

De

toxi

fica

ció

n

P-1

7

Ve

nte

o

Etan

ol 4

5 %

Tam

iz m

ole

cula

r

Car

acte

riza

ció

n A

lco

ho

l

Etan

ol 9

6

H2O

Etan

ol 9

9.5

CO

2

H2SO

4

Car

acte

riza

ció

n F

co-Q

ca

De

term

inac

ión

AR

TTa

mañ

o p

artí

cula A

gua

Lign

ina

vin

aza

H2O

H2O

P-3

8

IQ 1

T

% m

asa

% Á

cid

o

Pre

hid

rólis

is

PP

P

C. F

racc

ion

ado

raC

. Re

ctif

icad

ora

P-3

9

Et

%A

z

Flas

h

Fig

3.3

Esq

uem

a d

el p

roce

so c

on

las

vari

able

s a

con

tro

lar


41

3.5.3 Caracterización de la materia prima

Al bagazo proveniente del ingenio se le realizan las determinaciones que pueden observarse en el

siguiente esquema

Fig 3.4. Determinaciones a realizar en la materia prima

Las metodologías para realizar los análisis pueden observarse en el Anexo 1. Las determinaciones

del esquema se harán en el laboratorio con una cierta periodicidad o cuando el encargado de

proceso lo disponga por distintas razones, por ejemplo haber cambiado el campo del que se extrajo

la caña de azúcar o que el ingenio haya hecho una modificación en la extracción del jugo azucarado.

La determinación de azucares reductores totales nos permitirá estimar la concentración teórica de

alcohol obtenida después de la fermentación.

3.5.4 Caracterización del material pretratado.

El material pre-tratado es el material obtenido a la salida del molino a bolas. La determinación del

tamaño de partícula forma parte del primer punto crítico al igual que la humedad de la materia

prima. Para la determinación del tamaño de partícula se utiliza una torre de tamices en la que se

coloca la muestra previamente secada. La determinación de la humedad se realiza en línea para

saber el caudal de agua y de ácido sulfúrico que debe ingresa al tanque y lograr la relación

establecida de masa de bagazo/agua.

3.5.5 Caracterización en la prehidrólisis

La prehidrólisis es el segundo punto crítico del proceso, en este se debe tener un control estricto

sobre la concentración de ácido y temperatura de la suspensión para evitar la formación de

inhibidores de la fermentación y no reducir los azucares fermentecibles.

La determinación que se realizan en laboratorio es la concentración de sólido (humedad) para

comprobar que se cumple la relación 10 % w/w, esta determinación lleva un tiempo aproximado de

24 horas.

Materia Prima Biomasa

Pretratada

Hidrolizado H. ácida en 2

fases

Fracc. Líquida HPLC

Az. C5 yC6

Celulosa Hemicelulosa

ART

Fracción Sólida Secado 105 °C

Lignina ácido insoluble

Cen. Totales Calcinac a

550°C


42

Las variables que se miden en línea son: temperatura, pH, rpm y ART para evaluar la eficiencia en

este paso del proceso (los ART se determinan después de la filtración como la suma de las corrientes

de entrada al detoxificador y a la hidrolisis enzimática).

3.5.6 Determinaciones a realizar en el detoxificador

La metodología de detoxificación propuesta reduce la concentración de HMF y furanos, no así la de

ácidos orgánicos. Por esto solo se determinan los ácidos orgánicos a la entrada del detoxificador de

manera de asegurarse que la concentración de estos esté por debajo del nivel permitido para no

inhibir la fermentación. Los HMF y furanos se miden a la entrada y salida del detoxificador, al igual

que los ART. Además se utiliza un sensor de pH ya que en esta etapa se eleva el mismo a 12 y

después debe retornarse al pH original.

3.5.7 Determinaciones en la Hidrolisis enzimática

La actividad enzimática es una determinación que se hace en laboratorio, si bien las enzimas que se

utilizan son comerciales, esta determinación se lleva a cabo para asegurar el correcto

funcionamiento de las mismas. La concentración de enzima está directamente relacionada con el

contenido de celulosa de la muestra, al determinar la celulosa queda fijada la cantidad de enzima

que se necesita para la hidrolisis enzimática. En línea se realizan los controles de pH y temperatura y

azucares a la entrada y salida.

3.5.8 Determinaciones en Fermentador

El fermentador constituye el tercer punto crítico de control, en esta etapa del proceso es

fundamental controlar la concentración de %ART al inicio (suma de las corrientes que ingresan) y al

final para determinar el rendimiento de la fermentación. Además se realiza control de la viabilidad

de las zymomonas y de las condiciones aptas para el desarrollo y producción de etanol, para esto se

realizan los siguientes controles en línea durante la fermentación: pH y temperatura, % etanol. La

viabilidad de la bacteria se realiza comparando los rendimientos obtenidos por lote con el

rendimiento óptimo de la etapa.

3.5.9 Caracterización del producto final

La Secretaría de Energía en la Resolución 1295/2008 determina las

especificaciones de calidad que deberá cumplir el bioetanol, de conformidad con el Artículo 3º, Inciso c) del Decreto Nº 109/07.

El BIOETANOL que deberá ser mezclado en un porcentaje del CINCO POR CIENTO (5%), medido sobre la cantidad total del producto final, con el combustible líquido caracterizado como Nafta, en los términos del Artículo 8º de la Ley Nº 26.093, deberá cumplir en su composición con las siguientes especificaciones:


43

Tabla 3.2 Especificaciones de combustibles líquido

PROPIEDAD MÉTODO VALOR

Densidad a 20º c, g/ml, valor máximo

ASTM D-4052 0,7915

Etanol - más C3-C5 AS%vol, valor mínimo

ASTM D-5501-IRAM 14651

99,00

Alcoholes superiores C3-C5%vol, valor máximo

ASTM D-5501 2,00

Metanol,%vol, valor máximo ASTM D-5501 0,40

Agua,%vol, valor máximo ASTM E203 0,60

Cobre, mg/kg, valor máximo ASTM D-1688 0,10

Acidez Total (como Acético) mg/litro

ASTM D-1613 30

Azufre, ppm, p/p, valor máximo

ASTM D-5453

10,0

Sulfatos ppm, p/p, valor máximo ASTM D 7318/7319/7328 4,0

Apariencia Visual Límpido sin materiales en suspensión

Conductividad Eléctrica, uS/m, valor máximo

ASTM D-1125 500

Gomas Lavadas mg/l, valor máximo ASTM D-381

50

Benzoato de Denatonio ppm, Valor mínimo (*)

(Espectrofotometría UV)

40


44

4. Conclusiones

Existen varias alternativas para realizar cada etapa del proceso las cuales están siendo investigadas

con el fin de encontrar el proceso óptimo.

Las etapas elegidas se consideran altamente factibles para la producción de bioetanol a partir de

bagazo de caña de azúcar a escala industrial.

Los puntos críticos que afectan la producción de bioetanol son: la materia prima a utilizar, el tipo de

pretratamiento aplicado y la estrategia de fermentación adoptada.

El microorganismo seleccionado para la cofermentación es una cepa mutante de la bacteria

Zymomonas que permite altos rendimientos en la producción de alcohol.

Al controlar las variables en los puntos críticos descriptos se optimiza la eficiencia de las distintas

etapas de producción. El efecto de que las variables estén fuera del rango óptimo repercute en la

calidad del producto final y en la viabilidad de los microorganismos empleados en el proceso.

La calidad de la materia prima que estemos utilizando influye en la concentración de ART que se

tendrá en la fermentación, en los inhibidores generados en la prehidrólisis y en el rendimiento global

del proceso.


45

5. Bibliografía

Aguilar Rivera N (2010). MODELO CINÉTICO DE LA HIDRÓLISIS DEL RESIDUO DE COSECHA CAÑERO. Ciencia e Ingeniería Neogranadina, Vol. 20-2, pp. 5-18. Bogotá. ISSN 0124-8170 Aguilar Valencia D (2011). Producción de etanol a partir de bagazo de caña panelera mediante un sistema híbrido de fermentación y pervaporación. Tesis (Magister). Universidad Nacional de Colombia, Departamento de Ingeniería Química (Manizales Colombia).

Amezquita Fonseca N (2007). Obtención de etanol por la fermentación alcohólica del hidrolizado enzimático del bagazo de caña de azúcar. Tesis (grado). Universidad Industrial de Santander, Escuela de ingeniería química Bucaramanga (Colombia).

Andersen FE., Moreno MS, Díaz MS (2013). Producción de etanol a partir de biomasa lignocelulósica:

Estimación dinámica de parámetros con enfoque simultáneo. 42 JAIIO - SII pag 13-23 ISSN: 2313-

9102

Cardona CA, Quintero JA, Paz IC (2010).Production of bioethanol from sugarcane bagasse: Status and perspectives. Bioresource Technology vol 101 pag 4754–4766. Cortínez Villalobos V (2010). Comparación de pretratamientos en residuos forestales para la producción de bioetanol de segunda generación: hidrólisis ácida y líquidos iónicos. Tesis (Magister). Universidad de Chile, Depto de Ingeniería química y Biotecnología (Santiago de Chile).

Gutierrez-Padilla M, Nazmul Karim M. (2005). Influence of Furfural on the Recombinant Zymomonas

mobilis Strain CP4 (pZB5) for Ethanol Production. The Journal of American Science, 1(1) pag 24 27.


46

Joachimsthal EL y Rogers PL (2000). Characterization of a High-Productivity Recombinant Strain of Zymomonas mobilis for Ethanol Productionfrom Glucose/Xylose Mixtures. Applied Biochemistry and Biotechnology Vol. 84–86 pag 343-356 Leksawasdi N., Joachimsthal E, Rogers PL (2001). Mathematical Modelling of Ethanol production from glucose/xylose mixtures by recombinant Zymomonas Mobilis. Biotechnology Letters vol 23 pag1087 Morales, Y. L; Kafarov , V,; Ruiz, F,; Castillo , E. F,. (2010). Modelamiento de los procesos de producción de bioetanol de primera y segunda generación a partir de caña de azúcar: Etapas; preparación, molienda y clarificación. Umbral Científico, Junio, pág. 47-59. Mood SH, Golfeshan AH, Tabatabaei M, SalehiJouzani G, Najafi GH, Gholami M, Ardjmand M (2013). Lignocellulosic biomass to bioethanol, a comprehensive review with a focus on pretreatment. Renewable and Sustainable Energy Reviews vol 27 pag77–93. NACIONES UNIDAS COMISIÓN ECONÓMICA PARA AMÉRICA LATINA Y EL CARIBE – CEPAL (2006). Especificaciones de la calidad del etanol carburante y del gasohol (mezcla de gasolina y etanol) y normas técnicas para la infraestructura. LC/MEX/L.741/Rev.1 Niklitschek Contente TA (2010). Selección de condiciones de fermentación de residuos de lenga para la producción de bioetanol. TESIS (grado). Universidad de Chile, Depto de Ingeniería química y Biotecnología (Santiago de Chile). Parsons Martínez C y Ramith BVE (2004). Diseño de una planta piloto para la producción de etanol a partir el bagazo de la caña de azúcar. Tesis (grado). Universidad Industrial de Santander, Escuela de Ingeniería Química Bucaramanga (Colombia). Purwadi R, Niklasson C, Taherzadeh M (2004). Kinetic study of detoxification of dilute-acid hydrolyzates by Ca(OH)2. Journal of Biotechnology vol. 114, pag 187–198. Quintero J., Montoya M. y Cardona Carlos (2007). Evaluation of fuel ethanol dehydration through Process Simulation. Facultad de Ciencias Agropecuarias. Vol 5 No. 2 Revelo Vargas D (2011). Extracción de la cera del bagazo de caña de azúcar (saccharum officiarum) mediante tratamiento de explosión de vapor y tratamiento de combinación de solventes heptano/hexano/agua. Tesis (grado). Universidad nacional de Colombia Facultad de Ingeniería y Administración Ingeniería Agroindustrial (Palmira). Rondón Pérez S (2009). Diseño conceptual de dos esquemas de producción de etanol combustible de segunda generación a partir de bagazo de caña de azúcar. Tesis (grado). Universidad Industrial de Santander, Escuela de ingeniería química Bucaramanga (Colombia).

Sánchez Toro J (2008). Síntesis de esquemas tecnológicos integrados para la producción biotecnológica de alcohol Carburante a partir de tres materias primas Colombianas. Tesis (doctor). Manizales, Colombia. Carreón Rodríguez O, Ramos López A, Centeno Leija S, Leal Reyes L, Jiménez A, Fernández Sandoval MT (2009). Etanol Carburante. Bio Tecnología [en línea] Vol. 13 No. 3 Disponible en: http://www.smbb.com.mx/revista/Revista_2009_3/Etanol_Carburante.pdf


47

Diez Torres F, Garrido Carralero N (2010). Bagazo de caña de azúcar: ¿energía o etanol carburante? Dos casos de estudio. Eco Solar [en línea]. Enero-marzo , Vol 31. ISSN: 1028 6004 Disponible en: http://www.cubasolar.cu/biblioteca/Ecosolar/Ecosolar31/HTML/Articulo02N.htm Druker, Meter F (2005) Etanol Carburante .Propiedad intelectual, innovación y desarrollo de nuevos productos. Revista de la OMPI [en línea] Disponible en: http://www.wipo.int/freepublications/es/general/121/2005/wipo_pub_121_2005_07-08.pdf Ferrer JR, Páez G, Arenas de Moreno L, Chandler C , Mármol Z., Sandoval L. (2002).Cinética de la hidrólisis ácida de bagacillo de caña de azúcar. Rev. Fac. Agron [online]. Enero, v.19 n°1.Caracas. [citado 2014-03-27], pp. 23-33 . Disponible en: <http://www.scielo.org.ve/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0378-

78182002000100003&lng=es&nrm=iso>. ISSN 0378-7818

Ferreyra M. (octubre 2011 ). Argentina, líder en biocombustibles. Tiempo Argentino [en línea]

Disponible en http://tiempo.infonews.com/notas/argentina-lider-biocombustibles

Molina Córdoba M (2012). Evaluación del rendimiento de la hidrólisis enzimática de bagazo, con pretratamiento alcalino [en línea] vol 2, no. 2.

Disponible en: http://revistas.ucr.ac.cr/index.php/ingenieria/article/view/8228

Sanchez, OJ y Cardona CA (2005). Producción biotecnológica de alcohol carburante II: integración de

procesos. INCI [online] vol.30, n.11 [citado 2014-03-14], pp. 679-686.

Disponible en: <http://www.scielo.org.ve/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0378-

18442005001100006&lng=es&nrm=iso>. ISSN 0378-1844.

Ministerio de Planificación Federal de Inversión Pública, Secretaría de Energía. Registro de Empresas

Elaboradoras de Biocombustibles. Res 419/98 [febrero, 2014]. Disponible en:

http://www.energia.gov.ar/contenidos/verpagina.php?idpagina=3037

http://www.cubasolar.cu/biblioteca/Ecosolar/Ecosolar31/HTML/Articulo02N.htm

http://tiempo.infonews.com/notas/argentina-lider-biocombustibles

http://revistas.ucr.ac.cr/index.php/ingenieria/article/view/8228


48

6. Anexos


49

Anexo I

Determinaciones Analíticas

1. DETERMINACIÓN FÍSICO-QUÍMICA

Determinación de extractos

Los extractivos son aquellas sustancias que se encuentran presentes en las diferentes fibras

vegetales, pero que no son carbohidratos, tales como ácidos grasos, terpenos, fenoles y resinas.

Muchos de estos compuestos son solubles en agua o disolventes orgánicos polares como el metanol,

etanol o acetona, por lo que se eliminan rápidamente en procesos de extracción. La determinación

de extractos se realiza de acuerdo a la práctica de la NREL “Determination of Extractives in Biomass”.

Empleando un equipo de extracción soxhlet, para aproximadamente 7 g de muestra y 190 ml de

solvente. Primero se realiza una extracción con agua, la cual permite determinar la cantidad de

azúcares presentes en este material. Posteriormente se realiza una extracción con etanol para retirar

los extractos que no son solubles en agua. El solvente obtenido en cada una de las extracciones se

lleva a un rotaevaporador donde este es evaporado hasta obtener los extractos.

Con los datos obtenidos en esta prueba se debe calcular el peso de la biomasa libre de humedad

denominado en las normas como peso seco de horno (ODW), por medio de la ecuación 1. El

porcentaje de sólidos totales (T) se determina a partir de la práctica “Determination of Total solids in

Biomass”.

Ec. 1

El porcentaje de extraíbles en una base libre de humedad se calcula con la ecuación 2.

Ec. 2

Determinación de sólidos totales

Las muestras de material lignocelulósico están compuestas principalmente por dos fracciones: Los

sólidos totales y la humedad. El porcentaje de humedad puede variar de acuerdo a las condiciones

ambientales, haciendo que los resultados en las demás pruebas de caracterización se desvíen de su

valor real. Es por este motivo que es más adecuado determinar la composición del bagazo para

materiales libres de humedad. Este procedimiento se realizó a partir del método propuesto por la

ASTM, a partir de la práctica “Determination of Total solids in Biomass” .

Se toman 0,5 g de la muestra y se ponen en un horno a 105 °C por 62 horas. El tiempo de secado

puede variar entre 3 y 72 horas. El material se deja en el horno hasta alcanzar peso constante, punto

en el cual se ha retirado toda la humedad.

El porcentaje en masa de los sólidos totales obtenidos por secado a 105ºC se calcula empleando la

ecuación 3.

Ec. 3


50

Determinación de cenizas

Las cenizas son el resultado de la combustión del material, son minerales que prevalecen después de

la calcinación y generalmente están compuestos por potasio, calcio y magnesio. La determinación de

cenizas se realiza de acuerdo a la práctica “Determination of Ash in Biomass” de la NERL. Se realiza

con las muestras después de la extracción. Se debe calcular el peso seco de horno (ODW) de la

muestra, usando el contenido de sólidos totales promedio determinado por el procedimiento

“Determination of Total Solids in Biomass”. Para lo cual se emplea la ecuación 4.

Ec. 4

El porcentaje de cenizas se calcula con la ecuación 5.

Ec. 5

Determinación de carbohidratos estructurales

Los carbohidratos y la lignina constituyen la mayor porción de las muestras de biomasa. Los

carbohidratos pueden ser estructurales o no estructurales. Los estructurales están enlazados en la

matriz de la biomasa, mientras que los no estructurales pueden ser removidos usando extracción o

lavados. Este procedimiento se realiza de acuerdo a la práctica “Determination of Structural

Carbohydrates and Lignin in Biomass” de la NERL. Para el material libre de extractos por duplicado,

primero se realiza una hidrólisis ácida fuerte (Ácido sulfúrico al 72% en peso, durante 60 minutos a

30°C) a una alícuota de 300mg del material, posteriormente se realiza a esta misma muestra una

hidrólisis ácida diluida (Ácido sulfúrico al 4%, durante 60 minutos a 121°C). El hidrolizado se filtra

obteniéndose dos fracciones.

La fracción sólida es llevada a una mufla a 575°C, donde es calcinada. A partir de los resultados

obtenidos es posible calcular el porcentaje en peso del residuo insoluble en ácido (AIR) y lignina

insoluble en ácido (AIL) en base libre de extractos, empleando las ecuaciones 6 y 7. Se debe tener en

cuenta que el sólido obtenido después de la calcinación también contiene las cenizas, por tanto es

necesario descontar esta fracción.

Ec. 6

Ec. 7

La fracción liquida es empleada para determinar la lignina soluble en ácido, a partir de un

espectrofotómetro UV, midiendo la absorbancia a una longitud de onda adecuada. Los valores de

absorbancia adecuado y su correspondiente absortividad para el bagazo, son presentados en la Tabla

A.1.

Tabla A.1: Longitud de onda recomendada para el bagazo y su correspondiente absortividad.

Material Longitud de onda recomendada (nm)

Adsortividad a la longitud de onda recomendada (Ɛ) (L/(g*cm))

Bagazo 240 25


51

Para el cálculo de la cantidad de lignina soluble en ácido (ASL) sobre la base libre de extractos se

emplea la ecuación 8.

Ec. 8

Donde

La cantidad total de lignina sobre la base libre de extractos se calcula empleando la ecuación 9.

Ec. 9

Por medio de la ecuación 10 se calcula el valor de lignina total incluyendo los extractos.

El cual es denominado en la norma porcentaje de lignina en la muestra como se recibió.

Ec. 10

Dónde:

%Extractos = porcentaje de extractos en la muestra de biomasa preparada, determinado por el

procedimiento “Determination of Extractives in Biomass”.

La fracción liquida se emplea también para la determinación de los carbohidratos estructurales. Se

toma una alícuota de 20 mL de la solución, y se lleva a un pH de 5-6, empleando carbonato de calcio.

Se filtran y se analizan por HPLC para xilosa, arabinosa, glucosa y ácido acético.

Para esta prueba es necesario preparar una serie de azúcares estándares de recuperación (SRS), a

los cuales se les realiza también una hidrolisis ácida. Estos son empleados para corregir las pérdidas

debido a la destrucción de los azúcares durante la hidrólisis ácida diluida del bagazo.

Para los estándares de recuperación de los azúcares (SRS), se calcula la cantidad de cada azúcar

recuperado después de la hidrólisis ácida diluida. Se promedian los valores de las replicas (%Razúcar)

para cada azúcar y se reportan como %Razúcar ,prom . Como se presenta en la ecuación 11.

Ec. 11

Empleando los valores calculados con la ecuación 11, se corrigen los valores de concentración de los

azúcares obtenidos por HPLC para cada muestra hidrolizada. Como se presenta en la ecuación 12.

Ec. 12


52

A partir de la ecuación 13 se calcula la concentración de los azúcares poliméricos por medio de la

concentración de los correspondientes azúcares monoméricos, usando una corrección anhidra de

0.88 ó 132/150 para los azúcares C-5 (Xilosa y arabinosa), una corrección de 0.9 o 162/180 para los

azúcares C-6 (Glucosa, galactosa y manosa) y una corrección de 0,983 para el acetato.

Ec. 13

Con la ecuación 14 se calcula el porcentaje de cada azúcar sobre la base libre de extractos.

Ec. 14

Donde:

Vfiltrado =Volumen de filtrado

El porcentaje de cada azúcar sobre la base de la biomasa como se recibió, se calcula empleando la

ecuación 15.

Ec. 15

Determinación del contenido de holocelulosa.

Se determina usando el método de clorinación (ASTM D1104). Se usan 2.5 g de muestra libre de

extractivos y se les agregan 80 ml de agua destilada caliente, 0.5 ml de ácido acético y 1 g de clorito

de sodio. La mezcla se calienta a 70°C durante 60 min, luego de este tiempo se agrega nuevamente

0.5 ml de ácido acético y 1 g de clorito de sodio y así sucesivamente cada hora. La adición de estos

dos reactivos se hace un total de 6 veces incluyendo la inicial. Luego de la adición final se deja 24 h.

Pasado este tiempo se filtra la holocelulosa y se lava con acetona para posteriormente secarla. El

peso final es la holocelulosa y el porcentaje se define por la ecuación 16.

Ec. 16

Determinación de celulosa y hemicelulosa.

El contenido de celulosa se determina usando la norma ASTM 1695-77. Se toman 2 g de holocelulosa

libre de extractivos y se agregan 10 ml de NaOH al 17.5% a una temperatura constante de 20°C en un

baño termorregulador. Después de 2 min se agregan 5 ml de la solución de NaOH en intervalos de 5

min hasta completar 25 ml de NaOH en total incluyendo la cantidad inicial. Luego de esto se deja la

mezcla a 20°C durante 30 min, para un total de 45 min.


53

Pasados los 45 min se agregan 33 ml de agua destilada a 20°C y el sólido se deja reposar por 1 hora

antes de filtrar. Se usan crisoles GOOCH para llevar a cabo la filtración, lavando con agua destilada.

Luego a la celulosa recogida en el crisol se le agregan 15 ml de ácido acético al 10%. El ácido es

retirado pero no en su totalidad, solo para que el sólido celulósico quede ligeramente cubierto por 3

min. Posteriormente se retira el ácido acético remanente por succión y se efectúan lavados hasta

que la concentración de ácido sea la mínima posible.

Posteriormente se seca el crisol con la celulosa. El peso de celulosa se determina como la diferencia

entre el peso del crisol con sólidos y el peso del crisol vacio.

La hemicelulosa se determina haciendo la diferencia entre la cantidad inicial de holocelulosa libre de

extractivos y la cantidad de celulosa determinada aplicando la metodología anterior.

2. DETERMINACIÓN DE TAMAÑO

Método de retención por Tamices: Es uno de los métodos más sencillos para medir el tamaño y

distribución de partículas. Consiste en hacer pasar 100g (si el diámetro promedio de partícula esta

entre 500-1000µM) del material a través de una serie de tamices circulares de cerca de 20 cm. de

diámetro y 7 cm de altura; cada uno de diferente tamaño de poro organizado desde el más grande

hasta el más pequeño de manera que uno encaje en el otro herméticamente para minimizar la

pérdida de polvo. Se debe tener en cuenta que los tamices deben quedar alineados en el mismo

plano vertical. Los tamices se someten a vibración constante durante 10 minutos de manera que el

material pase por todos los tamices y que al final de la prueba el material quede disperso en diversas

fracciones entre los tamices y que no más del 5% del material quede retenido en el más grueso y no

más del 5% pase por el más pequeño. En general los rangos de tamaños de los tamices utilizados

oscilan entre No. 20 hasta 150. Sin embargo para la prueba se pueden utilizar tamices que se pasen

de este rango siempre y cuando la progresión de incremento de tamaños sea proporcional.

Figura 1. Esquema del funcionamiento de un equipo por el método de tamices.

Su gran desventaja es el posible taponamiento que se puede presentar cuando las muestras tienen

humedades superiores al 5%..

El número de tamiz se refiere al número de orificios por pulgada lineal que estos posean y éstos se

relacionan con los sistemas americanos (ASTM E11) y británicos (BS410) de clasificación basados en

la progresión de raíz cuarta de dos.


54

3.DETERMINACIÓN DEL CONTENIDO DE MATERIA SECA Y HUMEDAD

Se determinara utilizando el método AOAC No. 934,01 (AOAC, 1990). En el cual se somete una

muestra representativa del bagazo a secar en un horno a 60º C para poder determinar la materia

seca inicial a 60º C y posteriormente se coloca en una mufla a calentamiento a 105º C para poder

calcular la materia seca a 105º C. La materia seca analítica del bagazo se consigue multiplicando los

resultados fraccionarios de materia seca a 60 C y 105º C.

4. DETERMINACIÓN DE LOS PRODUCTOS DE DEGRADACIÓN

El análisis cualitativo y cuantitativo de los compuestos vainillina, ácido vainíllico, alcohol vainíllico,

siringaldehído, ácido siríngico, alcohol siríngico, 4-hidroxibenzaldehído, ácido 4-hidroxibenzóico,

alcohol bencílico, catecol, guayacol, furfural y 5-hidroximetilfurfural (HMF), se realizó mediante

cromatografía líquida de alta resolución (HPLC) en un cromatógrafo de líquidos Hewlett Packard (HP)

modelo 1100 con un detector UV de fotodiodos (Diodo Array) HP 1040A. Se utilizó una columna

cromatográfica Aminex HPX-87H (Sulfonated divinyl benzene styrene copolymer), resina en forma

iónica de hidrógeno de 300 mm x 7,8 mm de diámetro interno, (Bio-Rad Labs, CA, USA). La

temperatura de trabajo fue de 55 ºC. La fase móvil fue una mezcla (v/v) de 82% ácido sulfúrico 5 mM

y 18% acetonitrilo a un flujo de 0,3 ml/min.

La utilización de un detector de fotodiodos permite hacer un barrido total de longitudes de onda,

obteniéndose el espectro de absorción UV completo para cada pico cromatográfico. Esta técnica

permite medir absorbancias frente a tiempos de retención y longitudes de onda simultáneamente, lo

que proporciona resultados a diferentes longitudes de onda para cada compuesto contenido en la

muestra, y permite obtener un análisis cuantitativo para cada compuesto a la longitud de onda de

máxima absorción. El rango de longitudes de onda en el que han sido realizados los análisis fue de

200-320 nm.

La determinación analítica de los ácidos acético, levulínico y fórmico se realizó mediante un

cromatógrafo de líquidos HPLC, Waters, modelo 590, provisto de un detector de índice de refracción,

Waters 410. La separación cromatográfica se realizó mediante una columna de acero inoxidable,

Aminex HPX-87H (Bio-Rad Labs, CA, USA) de 300 mm x 7.6 mm de diámetro interno. La fase móvil

utilizada fue ácido sulfúrico 5 mM, a un flujo de 0,6 ml/min y 65 ºC de temperatura de columna.

5. DETERMINACIÓN DE ART (MÉTODO DNS) (EIO)

Según este método, el DNS (Figura 14) sufre la reducción de uno de sus grupos nitro al reaccionar con los carbohidratos, formando un compuesto rojizo que presenta una fuerte absorción en los 540nm.


55

Para el procedimiento fueron adicionados 0,5 ml de muestra y 0,5 ml de DNS en un tubo de ensayo.

El medio reaccional permaneció en agua a 95°C por exactamente 5 minutos y enseguida fue

enfriado en un baño de hielo y a cada tubo se le adicionaron 3,5 ml de una solución de tartrato de

sodio y potasio para estabilizar el color. Se hace la lectura en el espectrofotómetro a 540nm. La

cuantificación de ART fue obtenida a través de la curva de calibración obtenida como se explica en el

apartado A1, de este Anexo, utilizando el azúcar reductor de interés (glucosa) como patrón. La curva

de calibración se baso en soluciones patrón que fueron sometidas al mismo procedimiento de las

muestras.

A.1 Construcción de la curva patrón para el método DNS

Para la determinación de la concentración de ART (Azúcares Reductores Totales) por el método DNS,

es necesario construir una curva patrón que relacione la concentración de glucosa con la absorbancia

de la muestra en una longitud de onda de 540nm. Por lo tanto debe realizarse una tabla donde se

muestren la concentración de las soluciones de glucosa y sus respectivas absorbancia después de

aplicarles el método DNS, con esto se construye una curva patrón la cual es utilizada luego para

determinar la cantidad de ART de la muestra analizada.

6. DETERMINACION DE LA ACTIVIDAD ENZIMÁTICA

La actividad de la enzima celulasa se determina como actividad de filtro de papel (FPA) y expresada

en unidades de filtro de papel (FPU – Filter Paper Units) por volumen de enzima original, como es

recomendado por la IUPAC (Ghose et al. 1987).

Para esto inicialmente se prepara una solución 1:20, es decir una concentración de 0.05 de enzima. A

partir de esta solución se efectuaron 5 diluciones más en tampón citrato 0,05 mol/L, pH 4,8. Se

utilizan 5 diluciones diferentes para la determinación de la actividad. Primero se adicionan a 5 tubos

de ensayo 1.0 ml de tampón citrato 0,05 mol/L, pH 4,8, a cada uno se le agrega 50 mg de filtro de

papel, y son llevados a baño termostatico a 50°C. Después se adicionan 0.5 ml de la enzima

previamente diluida incubados por 60 minutos. Después de este tiempo se sacan los tubos y se les

agrega 1.5 ml del reactivo DNS y se lleva a 95 °C por 5 minutos y luego se transfieren a un baño de

hielo. Al final, se adicionan 10,5 mL de estabilizante se espera a que la pulpa se sedimente para leer

el color formado en el espectrofotómetro.

Después de las lecturas de las absorbancia, se traza una curva donde se relaciona la dilución de la

enzima con la concentración de glucosa liberada por 0.5 mL de enzima y se determina la actividad de

la enzima teniendo en cuenta que la unidad FPU se basa en la liberación de exactamente 2,0 mg de

glucosa siendo esto equivalente a 2,0/0,18016 μmol de 50 mg de filtro de papel por 0,5 mL de

enzima diluida en 60 minutos de reacción.

Según los valores anteriores la actividad de la celulasa queda determinada por la ecuación 17:

Ec. 17


56

7. DETERMINACIÓN DE ETANOL

El etanol se analiza en un cromatógrafo de gases Hewlett Packard 5890 serie II, equipado con un

inyector automático Agilent serie 6890, un detector de ionización de llama (FID) y una columna

Carbowax 20M (2 m x 1/8 in) a una temperatura de 85 ºC.

8. CONTROL DE LA VIABILIDAD DE LAS ZYMOMONA

Este control se realiza teniendo en cuenta el rendimiento del lote y comparando ese resultado con

los valores óptimos de fermentación de la cepa. Las zymomonas, por ser bacterias, no se contabilizan

por tinción, a diferencia de las levaduras, y los ensayos necesarios para su control llevan mucho

tiempo por lo cual se considera que los mismos no son útiles como análisis rutinarios, es por esto

que con la determinación de ART al inicio y final de la fermentación servirá para examinar que la

cepa este dando los resultados esperados.

9. CONTROL DE CALIDAD DEL BIOETANOL

Las determinaciones que se realizan sobre el producto final son las citadas en la Resolución

1295/200, en las que se especifica las características de calidad que deberá cumplir el

bioetanol. En la tabla 3.2 se especifica los métodos analíticos a emplear para la determinación

de las distintas propiedades y a continuación se muestran algunas de las propiedades y sus

importancias.

1. Importancia de cada propiedad

El etanol carburante a ser mezclado con la gasolina regular deberá ser anhidro, es decir, alcohol

etílico anhidro combustible (AEAC) y deberá presentar algunas propiedades que garanticen la

obtención de un gasohol adecuado para sustituir la gasolina regular.

La importancia de cada propiedad del AEAC, garantizando la calidad del gasohol, puede ser

comprendida considerando los siguientes puntos:

I. Aspecto y color

Representan características importantes, pues permiten evaluar la presencia de impurezas

provenientes del proceso productivo o del transporte inadecuado, así como la contaminación con

otros productos o con herrumbre. El oscurecimiento también puede ocurrir debido a la oxidación de

compuestos inestables presentes (alcoholes superiores y aldehídos). La presencia de impurezas

podrá también reducir la vida útil de los filtros de combustible de los vehículos, causar la formación

de depósitos u obstrucciones en los carburadores de los automóviles más antiguos, o en piezas

movibles de los motores, como las del sistema de inyección electrónica de los automóviles más

modernos.

II. Acidez total

Propiedad que debe ser controlada, pues refleja el poder corrosivo del etanol, lo que puede causar

daños a los componentes del automóvil. Este parámetro deber ser evaluado, pues si el proceso

fermentativo no es interrumpido adecuadamente después de la formación del etanol, éste se oxidará

transformándose en ácido acético. Cabe señalar también que se adiciona ácido sulfúrico a la mezcla,


57

a fin de ajustar el pH, para que la fermentación ocurra. La acidez puede provocar corrosión en el

circuito de combustibles, además de reflejar un grado de etanol inferior al deseado.

III. Conductividad eléctrica

Propiedad directamente relacionada con la cantidad de iones presentes en el etanol.

Cuanto más iones tenga más conductor será el AEAC, que puede ser más corrosivo y/o agresivo a los

materiales del circuito de distribución del combustible en el automóvil. Muchas veces puede

evidenciar contaminación con base, usada en la tentativa de neutralizar la acidez del etanol.

IV. Masa específica

La masa específica (densidad) es una medida indirecta de la proporción agua y alcohol existente en el

combustible. Si es elevada, puede indicar gran cantidad de agua; si la masa específica es muy baja,

indica la presencia de componentes livianos, como metanol y aldehídos, los cuales pueden causar

más polución al medio ambiente. Como los motores son ajustados considerando el poder calorífico y,

en consecuencia, el contenido energético por litro de combustible abastecido, la densidad es una

propiedad que debe ser monitoreada continuamente en diferentes etapas de la distribución del

producto.

V. Grado alcohólico

Además de reflejar el grado de pureza del etanol, permite evaluar especialmente la presencia de

agua, que es soluble en el etanol e incolora, pero que presenta elevada densidad.

VI. Grado de hidrocarburos

Refleja el grado de contaminantes orgánicos no oxigenados, principalmente la gasolina o los

solventes petroquímicos que pueden contaminar el AEAC durante el manejo, cuando se comparten

equipos, tanques u otros ductos. Ese parámetro garantiza el grado de etanol adecuado en el AEAC.

VII. Grado de etanol

Este ensayo es importante cuando existe la posibilidad de que haya otros alcoholes además del

etanol. Es un análisis que se debe realizar en condiciones especiales, por ejemplo, cuando se

sospecha de la presencia de metanol o de alcoholes superiores. No debe ser, por lo tanto, un análisis

de rutina que es útil para la identificación y cuantificación de alcoholes, enfocando especialmente el

etanol.

VIII. Grado de iones cloruro, sulfato, hierro, sodio

La presencia de estos iones aumenta la conductividad del AEAC y reflejan el poder corrosivo del

etanol, especialmente el cloruro, que es muy agresivo a los aceros utilizados en los motores y otras

piezas en contacto con el combustible. El ion hierro delata la presencia de óxido de hierro, debido a

los procesos corrosivos en equipos y líneas de transporte y almacenamiento, lo que puede causar

obstrucciones en las partes movibles de los motores. El elevado grado de sodio puede indicar el uso

de base (NaOH) para la neutralización de la acidez del etanol, cuando se usa, por ejemplo, ácido

sulfúrico para ajustar el pH en la preparación de la mezcla de fermentación.

IX. Grado de los iones de cobre

Este metal tiene especial importancia, dado que muchos equipos de fermentación y de destilación

del etanol pueden ser confeccionados en cobre, metal que es fácilmente transportado por el AEAC.


58

Cuando es agregado a la gasolina, catalizará las reacciones de oxidación de la formación de goma

(producto macromolecular proveniente de la polimerización de olefinas), que es un material de

carácter polimérico, capaz de depositarse y obstruir filtros y el circuito de distribución de

combustible, comprometiendo el funcionamiento de los automóviles.

2. Caracterización del alcohol etílico anhidro combustible (AEAC)

a) Determinación de la masa específica y del grado alcohólico del alcohol etílico y sus mezclas con

agua

Importancia: alta

I. Referencias

• NBR 5992, Determinación de la masa específica y del grado alcohólico del alcohol etílico y sus

mezclas con agua – método de ensayo;

• NBR 5994, Termómetro para alcohol y sus mezclas con agua – características;

• NBR 5995, Densímetro para alcohol y sus mezclas con agua – características.

II. Definiciones y siglas

• Densidad o masa específica, masa de un líquido por unidad de volumen a 15°C y 101.325 kPa

siendo la unidad patrón de medida kg/m3. Otras temperaturas de referencia pueden ser usadas para

algunos productos en ciertos lugares;

• Grado alcohólico, cantidad, en gramos, de alcohol absoluto contenido en 100 gramos de mezcla

hidro-alcohólica, expresada en °INPM;

• °INPM, (porcentaje de alcohol en masa o grado alcohólico INMP): cantidad en gramos de alcohol

absoluto contenido en 100 gramos de mezcla hidroalcohólica.

III. Materiales, equipos y preparación de la muestra

• Densímetro de vidrio conforme especificación NBR 5995;

• Termómetro conforme especificación NBR 5994, escala interna, corto, graduación 0,5 °C, con

lecturas entre -10 y 40 °C (250 mm de largo);

• Probeta de vidrio con diámetro mínimo de 25 mm superior al del densímetro de vidrio, con

proporciones tales que permitan al densímetro fluctuar libremente sin tocar el fondo o las paredes

de la misma;

Esos materiales están ilustrados en la siguiente figura:

Fig 2. Ensayo de determinación de la masa específica. Densímetro de vidrio (alcohómetro) y probeta con

gasolina


59

• El ensayo de densidad (densímetro de vidrio) y Grado Alcohólico debe ser realizado con la muestra

a temperatura ambiente.

IV. Metodología

• Verter la muestra en la probeta limpia y seca; Introducir el termómetro y utilizarlo para

homogeneizar la muestra con movimientos verticales y circulares. Esperar hasta que la temperatura

se estabilice y hacer la lectura. Retirar el termómetro;

• Introducir el densímetro de vidrio apropiado, limpio y desengrasado, de modo que quede flotando

libremente sin tocar el fondo o las paredes de la probeta. Dar un leve giro en el densímetro y esperar

la posición de equilibrio. Una vez alcanzada la posición de equilibrio, hacer la lectura observando el

menisco inferior de la superficie principal del líquido, que deberá coincidir con la escala de densidad;

• Introducir el termómetro y leer nuevamente la temperatura de la muestra;

• Los valores de la densidad a 15°C pueden ser obtenidos utilizando las tablas que acompañan las

normas. Para eso, se deben tener los datos de la temperatura y de la densidad leídas, obteniéndose

así la densidad a 15°C;

• Con el valor de las masas específicas o de las densidades en las temperaturas de aferición del

densímetro, entrar en la tabla específica y leer el grado alcohólico en º INPM (% masa) y ºGL (%

volumen).

b) Conductividad eléctrica

Importancia: alta

I. Referencias

• Manual del conductivímetro (en este caso marca DIGIMED, modelo DM31);

• NBR 10547, Alcohol etílico – determinación de la conductividad eléctrica;

• NBR 14340, Agua – determinación de la conductividad y de la resistividad eléctrica;

• ASTM D 1125, Standard Test Methods for Electrical Conductivity and Resistivity of Water. Métodos

de prueba estándar para la conductividad eléctrica y la resistividad del agua.


• Conductancia, propiedad que mide la capacidad de conducir una corriente eléctrica y es el inverso

de la resistencia eléctrica, se mide en siemens (S);

• Conductividad, conductancia medida entre las caras opuestas de un centímetro cúbico

(antiguamente conocida como conductancia específica), se expresa en S cm-1 ó S m-1.

III. Materiales, equipos y preparación de las muestras

• Solución patrón de conductividad; Conductímetro equipado con célula de medición con constante

aproximada de 0,1 cm-1;

• Sensor de temperatura;

• Agua destilada para limpieza de la célula;

• Béquer para lectura de las muestras, con diámetro superior a la célula de medida;

• Béquer para descarte.

El ensayo de conductividad debe ser realizado con la muestra a temperatura ambiente.

IV. Metodología


60

• Conectar el conductímetro a la toma con voltaje adecuado – verificar previamente el voltaje;

• Esperar que se estabilice, como mínimo 30 minutos, antes de realizar el ensayo;

• Presionar la tecla “ENTRA”;

• Esperar que aparezca en la pantalla:

Seleccione función

Cond. Res. Conc.

• Seleccionar “COND” y presionar “ENTRA”;

• Seleccionar “CHECK” para proceder a la verificación de la célula y presionar

“ENTRA”;

• Sumergir la célula conductimétrica y el sensor de temperatura en la solución patrón de

conductividad y esperar que se estabilice. Si aparece el mensaje “la célula está bien”, pasar a la

verificación con el patrón;

• Si la verificación de la célula muestra el mensaje “la célula está mal”, seleccionar la función “COND”

en la pantalla principal y, luego, “LECTURA” y después “CALIBRAR”, para calibrar la célula. Seguir los

pasos indicados en la pantalla del equipo para insertar la célula en la solución patrón. Después de

concluir la calibración, el equipo estará apto para realizar el ensayo;

• Para hacer la verificación del conductivímetro, sumergir la célula conductimétrica y el sensor de

temperatura en la solución patrón de conductividad y después pasar a la lectura de las muestras. Si la

lectura del patrón no está dentro de la banda esperada, (± 2,0 % de la conductividad del patrón,

según la ASTM D 1125), seleccionar la función “COND” en la pantalla principal y, luego, ‘LECTURA” y

después “CALIBRAR”, para calibrar la célula. Seguir los pasos indicados en la pantalla del equipo para

insertar la célula en la solución patrón. Después de concluir la calibración el equipo estará apto para

realizar el ensayo;

• El factor de corrección de la conductividad eléctrica en función de la temperatura debe ser de 2,0%

°C, basado en la NBR10457.

• Lavar la célula de medición y el sensor de temperatura introduciéndolos en el béquer con la

muestra.

• Descartar el contenido del béquer. Repetir este procedimiento tres veces como mínimo. Llenar

nuevamente el béquer con una cantidad suficiente de muestra para cubrir la célula de medición.

• Esperar como mínimo 2 minutos para que se estabilice.

• Efectuar la lectura y anotar el resultado.

• Al final del día lavar la célula con agua destilada y dejarla secar.

• Para desconectarlo:

Desea desconectar el equipo? SÍ / NO

• Seleccionar “SÌ” y “ENTRA”.

• Para dejar el equipo en el modo “STAND-BY” presionar “ENTRA”.

• OBS: Procedimientos similares deberán ser realizados para conductivímetros de otras marcas.

c) Grado de hidrocarburos en muestras de alcohol

Importancia: baja

I. Referencias

• NBR 13993, Álcool Etílico Anidro Combustível (AEAC) - Determinação do teor de Hidrocarbonetos.

Alcohol Etílico Anhidro Combustible (AEAC) -

Determinación del grado de Hidrocarburos.


61

II. Materiales, equipos y preparación de las muestras

• Solución acuosa de cloruro de sodio al 10% m/v (preparada disolviendo 100,0 g de NaCl en 1000,0 L

de agua destilada);

• Probeta de vidrio calibrada de 100,0 ml, graduada en subdivisiones de 1,0 ml, con boca esmerilada

y tapa;

• El ensayo de grado de hidrocarburos debe ser realizado con la muestra a temperatura ambiente.

III. Metodología

• Colocar la muestra en la probeta previamente limpia, desengrasada y seca hasta completar 50,0 ml;

• Agregar la solución de NaCl 10% m/v hasta completar el volumen de 100,0 ml;

• Tapar la probeta. Asirla por la parte superior sobre la tapa y por la base, e invertirla 10 veces para

completar la extracción del alcohol por la fase acuosa, evitando agitar vigorosamente;

• Dejar en reposo por 15 minutos, a fin de permitir la separación completa de las fases;

• Observar el volumen final de la camada acuosa, en ml, de acuerdo con la figura 3:

Fig 3. Posición adecuada para leer el volumen en la probeta

Las probetas deben ser lavadas con agua y detergente neutro, utilizando un cepillo apropiado

después de realizar cada ensayo. Dejarlas escurrir hasta que se sequen por completo, para ser usadas

nuevamente;

• La limpieza de las probetas deberá hacerse llenándolas con solución sulfonítrica y dejándolas en

remojo por dos horas;

• La solución sulfonítrica se prepara partiendo de una parte de H2SO4 y tres partes de HNO3. Ésta

debe ser preparada dentro de un baño de hielo, y se deben usar anteojos de seguridad y guantes

nitrílicos.

IV. Resultados

• Calcular el grado de hidrocarburos según la ecuación:

% hidrocarburos = (2 A) +1 Ec. 18

Donde, A = volumen de la camada de hidrocarburos, en ml

• Cuando el volumen de la camada de hidrocarburos sea inferior a 0,5 ml anotar el resultado como ≤

1% vol;

• El resultado es obtenido en %. Si es necesario convertir a ml L-1, multiplicar por 10.


62

d) Aspecto y Color

Importancia: alta

I. Materiales, equipos y preparación de la muestra

• Probeta de vidrio de 1 L ó béquer de 1 L;

• El ensayo de aspecto y color visual debe ser realizado con la muestra a temperatura ambiente.

II. Metodología

• Homogeneizar la muestra invirtiendo el frasco tres veces sin agitar vigorosamente;

• Colocar la muestra en la probeta, o béquer, y observar la apariencia y el color de la misma.

III. Resultados

Reportar el color de las muestras de alcohol y gasolina, de acuerdo con el cuadro 5:

Tabla 1. Colores de las muestras a ser reportadas

En el ítem aspecto, reportar el resultado con una de las siguientes expresiones:

1. límpido y exento de impurezas

2. límpido y con impurezas

3. turbio y sin impurezas

4. turbio y con impurezas

e) Densidad automática

Importancia: alta

Se presentan instrucciones para el uso correcto del densímetro automático y la determinación de la

densidad y/o densidad relativa de destilados de petróleo a temperaturas entre 15 y 35 °C, y para

AEAC.

I. Referencias

• Manual del densímetro automático (en este caso, marca Anton Paar, modelo DMA 4500);

• ASTM D 4052, Density and Relative Density of Liquids by Digital Density Meter. Método de prueba

estándar para la densidad y densidad relativa de líquidos mediante medidor digital.


• Densidad o masa específica, masa de un líquido por unidad de volumen a 15°C y 101,325 kPa con la

unidad patrón de medida en kg/m3. Otras temperaturas de referencia pueden ser usadas para

algunos productos en ciertos lugares;

• Densidad Relativa, razón entre la masa de un determinado volumen de líquido a una temperatura

específica y la masa de igual volumen de agua pura a la misma o diferente temperatura. Ambas

temperaturas deben ser explicitadas, por ejemplo: 20/4°C.


63

III. Materiales, equipos y preparación de la muestra

• Densímetro automático conforme especificado en el ítem 6.1 de la Norma ASTM D 4052;

• Jeringas de capacidad igual o superior a 2 ml, adaptables al equipo, para inyección de la muestra;

• Jeringa de 2 ml, como mínimo, adaptable al densímetro;

• Alcohol y acetona para limpiar la célula;

• La figura 4 es una ilustración del densímetro usado en el ensayo.

Figura 4. Densímetro automático (marca anton paar) usado para determinar la masa específica de

combustibles líquidos

• Las muestras de gasolina deben ser mantenidas a temperatura igual o inferior a 10ºC, y el frasco

sólo debe ser abierto en el momento de comenzar el ensayo, debiendo ser tapado inmediatamente

después, para evitar pérdidas por evaporación de los materiales más volátiles;

• Las muestras de alcohol deberán estar a temperatura ambiente.

IV. Metodología

1) Preparación del equipo

• Conectar el densímetro en la toma de voltaje adecuada;

• Oprimir el botón localizado en la parte posterior inferior izquierda del equipo;

• El aparato deberá permanecer conectado para estabilizarse por un mínimo de 30 minutos antes de

iniciar los ensayos;

• Verificar si en la pantalla principal aparece la densidad del aire, 0,0011 g ml-1, indicando que la

célula de medición del densímetro está seca. Si la tela presenta una densidad diferente del valor

indicado arriba, se deberá realizar una limpieza. Para esto, es necesario inyectar acetona en la célula

y conectar la manguera de la bomba de aire en el orificio de entrada de muestra del densímetro.

Conectar la bomba presionando la tecla “PUMP”;

• Esperar aproximadamente 2 minutos, desconectar la bomba de aire y presionar nuevamente la

tecla “PUMP”;

• Esperar hasta que aparezca la densidad del aire (0,0011 g ml-1);

• Verificar el volumen del frasco de descarte adaptado al equipo. Si está lleno, verter el contenido del

frasco en el galón de descarte apropiado;

• Al concluir el análisis, limpiar el aparato siguiendo las instrucciones anteriores y desconectarlo.

2) Ensayo de Densidad

• La muestra debe ser homogeneizada, invirtiendo el frasco tapado, sin agitar vigorosamente, tres

veces;

• Certificarse de que el equipo está programado para la temperatura del ensayo;

• Utilizando la jeringa, inyectar la muestra en el tubo de muestras limpio y seco;


64

• Observar el tubo de muestras cuidadosamente, asegurándose de que no haya burbujas;

• Esperar que la temperatura se estabilice;

• El resultado del ensayo será mostrado en la pantalla del equipo;

• Anotar el resultado en la hoja de resultados de la muestra;

• Cada vez que se cambie el tipo de combustible a ser analizado, limpiar la célula con alcohol y

acetona.

V. Resultados

• En el resultado de la densidad, informar la temperatura del ensayo y la unidad.

Por ejemplo: densidad a 20 °C = 0,8765 g cm-1 (para gasolina, se usan unidades de g cm-3, en

cambio, el alcohol generalmente se expresa en kg m-3);

• En el resultado de la densidad relativa, informar ambas temperaturas: la de referencia y de ensayo.

El resultado queda sin unidad. Ejemplo: densidad relativa 20/20 °C = 0,8765;

• Reportar el resultado con cuatro decimales.

f) Acidez total

Importancia: media

I. Referencias

• NBR 9866, Álcool etílico - Verificação da alcalinidade e determinação da acidez total. Alcohol etílico

- Verificación de la alcalinidad y determinación de la acidez total.

II. Materiales y equipos

• Microbureta de 2 ml, graduación de 0,01ml;

• Pipeta volumétrica de 50 ml;

• Erlenmeyer de 250 ml;

• Solución de hidróxido de sodio 0,02 N padronizada;

• Solución indicadora de α naftolftaleína 0,1 % en alcohol etílico 70% v/v.

III. Metodología

• Colocar 50 ml de agua en el erlenmeyer y agregar 3 gotas del indicador α naftolftaleína y

neutralizar con solución de hidróxido de sodio 0,02N;

• Pipetar 50ml de la muestra previamente homogeneizada para el erlenmeyer, agitar y observar el

color de la solución. Considerar la permanencia del color azul como indicación de alcalinidad en la

muestra;

• Titular con solución de NaOH 0,02N, en caso de que la solución quede incolora, hasta que aparezca

el color azul claro. Anotar el volumen consumido;

• La muestra es considerada alcalina (positiva) si permanece de color azul;

• Si la solución permanece incolora (alcalinidad negativa) la acidez deberá calcularse así:

A = 1200 N V Ec.19

Donde:

A = acidez expresada en ácido acético, en etanol

N= concentración del hidróxido de sodio (mol/L)

V= Volumen de la solución de NaOH (en ml)


65

g) Grado de Cobre

Importancia: media

I. Referencias

• NBR 10893, Álcool etílico - Determinação do teor de cobre por espectrofotometria de absorção

atômica. Alcohol etílico - Determinación del grado de cobre por espectrofotometría de absorción

atómica.


• Espectrofotómetro de absorción atómica con llama a 324,8 nm;

• Lámpara de cátodo hueco de cobre;

• Balanza analítica con sensibilidad de 0,1 mg;

• Pipetador automático 25 μL;

• Balones volumétricos de 100 ml, 500 ml y 1000 ml;

• Pipeta volumétrica de 100 ml;

• Bastón de vidrio y piseta;

• Cobre metálico p.a., alcohol etílico p.a., agua tipo II, agua destilada con conductividad eléctrica

inferior a 1,0 μS/cm.

III. Metodología

• Construir una curva de calibración con soluciones-patrón de cobre;

• Determinar la concentración de cobre presente en la muestra por medio de la lectura directa del

gráfico de la absorbancia de la misma. Para este fin, la muestra es aspirada y transformada en

aerosol por un nebulizador neumático y posteriormente atomizada en una llama de aire/acetileno,

donde incide un eje de energía radiante emitido por una lámina de cátodo hueco de cobre;

• Calcular el grado de cobre utilizando la siguiente ecuación:

C= A /d x 1000 Ec.20

Donde:

C= grado de cobre en la muestra en mg/kg.

A= grado de cobre en la muestra obtenido en la gráfica, en mg/L.

d= masa específica de la muestra a temperatura del ensayo, en kg/m3, determinada de acuerdo con

NBR 5992 (Determinación de la masa específica y del grado alcohólico del alcohol etílico y sus

mezclas con agua)

h) Grado de cloruro y sulfato

Importancia: baja

I. Referencias

• NBR 10894, Álcool Etílico - Determinação dos Íons Cloreto e Sulfato por Cromatografia Iônica,

Alcohol Etílico - Determinación de los Iones Cloruro y Sulfato por Cromatografia Iónica.


• Cromatógrafo iónico con detector conductivimétrico, pre-columna de 50 mm de largo, con un

diámetro interno de 4,0 mm y columna aniónica con grupo amonio cuaternario (HPIC-AS3, Dionex,

USA) de 250 mm de largo y un diámetro interno de 4,0 mm;

• Balanza analítica con capacidad de 200 g;


66

• Balones volumétricos de 100 y 1000 ml, dos balones de rota vapor (100 ml), pipetas volumétricas

de 20 y 50 ml;

• Dos membranas de filtración con porosidad de 0,45 μm y 47 mm de diámetro, un pre-filtro de 22

mm de diámetro.

III. Metodología

• Este método tiene un límite de detección de 0,1 mg/kg con banda linear de hasta 100 mg/kg;

• Se preparan soluciones patrón del ion cloruro partiendo de cloruro de sodio y soluciones patrón del

ion sulfato partiendo del sulfato de sodio;

• La cuantificación de los iones cloruro y sulfato se hace por comparación directa de las áreas de los

picos de los iones cloruro y sulfato en el cromatograma del patrón y de la muestra, según la

ecuación:

Ca = Cp . Aa / Ap x f Ec 21

Donde:

Ca = concentración de cloruro o sulfato en la muestra (mg/kg).

Cp = concentración de cloruro o sulfato en el patrón (mg/kg).

Aa = área del pico en la muestra (mm2).

Ap = área del pico en el patrón (mm2).

f = factor de dilución de la muestra

i) Grado de Sodio

Importancia: media

I. Referencias

• NBR 10422, Álcool etílico - Determinação do teor de sódio por fotometria de chama. Alcohol etílico

- Determinación del grado de sodio por fotometría de llama.

ii) Materiales y equipos

• Fotómetro de llama o espectrofotómetro de llama ajustado para 589 nm

• Estufa a 110 °C;

• Balanza analítica con precisión de 0,1 mg;

• Béquer de 50 ml;

• Balones Volumétricos de 100 y 500 ml, pipetas volumétricas de 5, 10, 15, 20 y

25 ml, frasco de polietileno de 500 ml;

• Cloruro de sodio p.a., alcohol etílico hidratado, aproximadamente 94 ºINPM, con grado de sodio

inferior a 0,1 mg/kg y alcohol etílico anhidro, aproximadamente 99,8 ºINPM, con grado de sodio

inferior a 0,1 mg/kg.

II. Metodología

• Pesar aproximadamente 0,1017 g de Na Cl previamente secado a 110 °C por 12 horas, disolver en

béquer de 50 ml. con 10 ml. de agua desionizada.

Transferir a un balón volumétrico de 100 ml., completar el volumen con alcohol etílico anhidro,

homogeneizar y almacenar en frasco de polietileno;

• Pipetar 10 ml de la solución almacenada para balón volumétrico de 100 ml, ompletar con alcohol

anhidro. Pipetar 5, 10, 15, 20, 25 ml de esa solución para balones volumétricos de 100 ml, completar


67

el volumen con etanol y homogeneizar. Estos corresponden a los patrones de 0,5; 1,0; 1,5; 2,0; 2,5

mg/kg de sodio en etanol;

• Ajustar el aparato, determinar la transmitancia de las soluciones patrón, graficar en las abscisas los

grados de sodio de las soluciones patrón (mg/kg) y en las ordenadas, las transmitancias (%). Trazar la

recta o curva de ajuste;

• Determinar la transmitancia de la muestra, repetir por triplicado y sacar el valor promedio;

• Determinar el grado de sodio en el alcohol valiéndose de la curva patrón, utilizando el valor

promedio y la curva de calibración;

• El grado de sodio en el alcohol está expresado en mg/kg. Esta metodología se aplica a las muestras

con grados superiores a 0,2 mg/kg. Para muestras con grados de sodio inferiores a este límite se

deber usar la técnica de absorción atómica.


68

ANEXO II

DATOS EXPERIMENTALES

Los siguientes datos experimentales fueron tomados del trabajo: "Influence of Furfural on the

Recombinant Zymomonas mobilis Strain CP4 (pZB5) for Ethanol Production" de la Universidad de

Colorado y sirvieron de justificativo para algunas conclusiones de esta monografía.

1. Descripción de la Metodología del ensayo

El ensayo se realizo por duplicado durante 40 horas con concentraciones iniciales de glucosa y xilosa

de 10 g/l en fermentadores de 500 ml, con volumen útil del 40 % y temperatura de 30 ºC.

El medio fue enriquecido con (NH4)2SO4 (1 g/l en un medio que contenia 10 g/l glucosa y 10 g/l

xilosa); KH2PO4 (2 g/l); MgSO4.7H2O (1 g/l); extracto de levadura (10 g/l). También se esterilizo en

autoclave a 121°C ( 2 atmosferas de presión) por 15 minutes. Después de la esterilización se agrego

tetraciclina 10 mg/l , en condiciones asépticas.

Para este ensayo se realizo un blanco, el cual no contenía furfural (fig 1) y estuvo expuesto a las

mismas condiciones físicas que los fermentadores que poseían el tóxico.

Las muestras se tomaron en intervalos regulares para la medición de OD (absorbancia) y filtradas

(Whatman Syringe filters, Fisher Scientific, pore size 0.2 µm, Nylon) para los análisis de xilosa,

glucosa, etanol y furfural.

La evolución de las concentración de la biomasa se realizo con espectrofotómetro a 600 nm y

llevadas a la curva de calibración para referirlas a peso seco celular (DCW) (Gutierrez-Padilla et al,

2005).

2. Control de la Fermentación

En la figura 1 se observan los reactivos y productos principales de la fermentación (eje principal)

además se observa la biomasa cuando no hay furfural en el medio (blanco) . En las Fig 2 y Fig 3 se

presentan la evolución de la fermentación para dos concentraciones de furfural.

Los puntos corresponden a datos experimentales mientras que las líneas a modelos propuestos que

simulan la cinética de conversión de reactivos a producto o biomasa.


69

Fig 1. Blanco de cofermentación de glucosa y xilosa

Fig 2. Cofermentación con 0.45 g/l de furfural

Fig 3. Cofermentación con 1.9 g/L de furfural

En la Fig 4 se observa la producción de biomasa a tres concentraciones de furfural diferentes. Se

observa que a concentraciones de 0.475 g/l inhibe el crecimiento de la biomasa en el tanque de

0

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0

2

4

6

8

10

12

0 5 10 15 20 25

Bio

ma

ss, Fu

rfu

ral (g

L-1

)

Glu

co

se, X

ilo

se, E

tha

no

l (g

L-1

)

Time (h)

Control Fermentation

Glucose

Xylose

Ethanol

Biomass

Furfural

0

0.05

0.1

0.15

0.2

0.25

0.3

0.35

0.4

0.45

0.5

0

2

4

6

8

10

12

0 5 10 15 20 25

Bio

ma

ss, Fu

rfu

ra (

gL

-1)

Glu

co

se, X

ilo

se, E

tha

no

l (g

L-1

)

Time (h)

Fermentation (Furfural: 0.475 gL-1) Glucose

Xylose

Ethanol

Biomass

Furfural

0

0.2

0.4

0.6

0.8

1

1.2

1.4

1.6

1.8

2

0

2

4

6

8

10

12

0 5 10 15 20 25

Bio

ma

ss, F

urf

ura

l (g

L-1

)

Glu

cose

, Xil

ose

, Eth

an

ol (

gL

-1)

Time (h)

Fermentation (Furfural: 1.9 gL-1)

Glucose

Xylose

Ethanol

Biomass

Furfural


70

fermentación (fig 2.3.4) lo cual provoca una disminución en la producción de bioetanol, esto puede

observarse en las siguientes figuras que contiene datos experimentales de la cofermentación de

pentosas y hexosas.

Fig 4. Producción de biomasa

3. Resultados del ensayo

Los resultados que se obtuvieron de este ensayo se presentan en la tabla 1.

Tabla 1. Disminución de los rendimientos de etanol y biomasa.

Variables de seguimiento Concentración de Furfural [g/]

0.45 1.9

Biomasa (w/v) -30 % -60%

Producción de etanol (v/v) -19 % -76%

4. Conclusiones

La bacteria consume a mayor velocidad la glucosa que la xilosa.

La concentración de biomasa es la más afectada por el inhibidor.

La concentración de biomasa y producción de etanol se ven disminuidas por la presencia de

furfural.

La concentración de furfural disminuye en la fermentación, por lo que este podría estar

degradándose en estas condiciones del proceso

0

0.01

0.02

0.03

0.04

0.05

0.06

0.07

0.08

0 5 10 15 20 25 30

Bio

ma

ss (

gL-

1)

Time(h)

Biomass Production Biomass (Furfural: 0 gL-1)

Biomass (Furfural: 0.475 gL-1)

Biomass (Furfural 1.9 gL-1)

control de calidad en la producción del bioetanol seminario de procesos 2013

Documents