universidade estadual de santa cruz programa de pÓs...
Post on 25-Jul-2020
3 Views
Preview:
TRANSCRIPT
UNIVERSIDADE ESTADUAL DE SANTA CRUZ
PROGRAMA DE PÓS-GRADUAÇÃO EM PRODUÇÃO VEGETAL
THAÍS MARCELO SOUZA
FUNGOS ASSOCIADOS À CARINIANA LEGALIS (JEQUITIBÁ-ROSA) NA MATA
ATLÂNTICA, SUL DA BAHIA
ILHÉUS – BAHIA 2018
THAÍS MARCELO SOUZA
FUNGOS ASSOCIADOS À CARINIANA LEGALIS (JEQUITIBÁ-ROSA) NA MATA
ATLÂNTICA, SUL DA BAHIA
Dissertação apresentada à Universidade Estadual de Santa Cruz para obtenção do título de Mestre em Produção Vegetal. Linha de Pesquisa: Proteção de Plantas Orientador: Prof. Drº Jadergudson Pereira
ILHÉUS – BAHIA 2018
THAÍS MARCELO SOUZA
FUNGOS ASSOCIADOS À CARINIANA LEGALIS (JEQUITIBÁ-ROSA) NA MATA
ATLÂNTICA, SUL DA BAHIA
Ilhéus, 26/02/2018
_________________________________________
Jadergudson Pereira Engenheiro Agrônomo – Doutor em Biologia de Fungos
PPGPV – UESC (Orientador)
_________________________________________
José Luiz Bezerra Biólogo – Ph.D em Fitopatologia
PPGPV – UESC
_________________________________________
Luís Fernando Paschoalatti Gusmão Biólogo – Doutor em Ciências Biológicas
PPGBOT- UEFS
DEDICATÓRIA
Dedico a minha mãe, por tudo que ela viveu e me ensinou, pelo amor e dedicação.
AGRADECIMENTOS
A Deus, por ter me dado saúde e força para superar todas as dificuldades.
À minha mãe (in memorian), por ser exemplo de vida.
Ao meu pai e minha irmã, pelo apoio, dedicação e incentivo nos momentos de
dificuldade, e por estarem sempre ao meu lado para a realização desse sonho.
A toda minha família, pelo carinho e atenção.
Ao meu Orientador, Dr. Jadergudson Pereira, pela confiança, apoio e por todos os
ensinamentos.
Ao Dr. José Luiz Bezerra, por transmitir seu valioso conhecimento a respeito dos
fungos. Agradeço a oportunidade de convivência e pela contribuição inestimável
para minha formação como profissional. Muito obrigada!
Aos meus amigos, Deisy Janiny e Mateus Caliman, sem o apoio dos quais tudo teria
sido muito mais difícil. Foram o meu amparo nas coletas, no laboratório e em todos
os momentos.
A Delinho, Zezinho e Lima, que me auxiliaram no trabalho de campo.
À Universidade Estadual de Santa Cruz, pela oportunidade que tive de cursar o
mestrado nesta instituição.
À Fundação de Amparo à Pesquisa da Bahia (FAPESB) pelo apoio financeiro
concedido através da bolsa de mestrado, possibilitando o desenvolvimento desta
dissertação.
A todos aqueles que, direta e indiretamente, contribuíram para realização deste
sonho.
Ninguém vence sozinho... OBRIGADA A
TODOS!
LISTA DE FIGURAS
REVISÃO DE LITERATURA
Figura 1 – Cariniana legalis.......................................................................................18
CAPÍTULO 1 Figura 1 – Metodologia utilizada para fungos decompositores do folhedo de Cariniana legalis................................................................................................... 32 Figura 2 – Beltrania querna .................................................................................. 35 Figura 3 – Beltraniella portoricensis...................................................................... 37
Figura 4 – Brachysporiella sp............................................................................... 39
Figura 5 – Chaetopsina fulva................................................................................ 41
Figura 6 – Chaetospermum artocarpi.................................................................... 43
Figura 7 – Kionochaeta ramifera........................................................................... 45
Figura 8 – Menisporopsis pirozynskii.................................................................... 47
Figura 9 – Pestalotiopsis neglecta........................................................................ 49 Figura 10 – Thozetella sp..................................................................................... 51
Figura 11 – Thozetella havanensis....................................................................... 53
Figura 12 – Trichothecium roseum...................................................................... 55 Figura 13 – Volutella mínima............................................................................... 57 Figura 14 – Wiesneriomyces aff. laurinus........................................................... 59
CAPÍTULO 2
Figura 1 – Metodologia utilizada para isolamento dos fungos endofíticos de folhas
sadias de Cariniana legalis..................................................................................... 73
Figura 2 – Metodologia utilizada para isolamento de fungos não endofíticos........ 75
Figura 3 – Pestalotiopsis neglecta......................................................................... 79
Figura 4 – Glomerella cingulata............................................................................. 81
Figura 5 –Colletotrichum gloeosporioides.............................................................. 82
Figura 6 – Cladosporium dominicanum................................................................ 84
Figura 7 – Gonatobotryum apiculato..................................................................... 86
Figura 8 – Xylaria sp............................................................................................. 88
LISTA DE TABELA Tabela 1 – Espécies fúngicas associadas ao folhedo de Cariniana legalis, em três locais de coleta da Mata Atlântica do Sul da Bahia: Área da UESC, Reserva Serra do Teimoso e Fazenda Antares.................................................................................. 33
SUMÁRIO
RESUMO...................................................................................................... xi
ABSTRACT.................................................................................................. xii
1. INTRODUÇÃO GERAL............................................................................ 13
2. REVISÃO DE LITERATURA.................................................................... 15
2.1. A Mata Atlântica.................................................................................. 15
2.2. Cariniana legalis.................................................................................. 17
2.3. Os Fungos........................................................................................... 19
2.4. Referências bibliográficas.................................................................... 22
3. CAPITULO 1 – Fungos conidiais associados ao folhedo de Cariniana legalis
(Martius) Kuntze, em fragmento de Mata Atlântica no Sul da Bahia............. 27
RESUMO....................................................................................................... 27
3.1 INTRODUÇÃO......................................................................................... 28
3.2 MATERIAL E MÉTODOS........................................................................ 30
3.2.1Área de estudo............................................................................... 30
3.2.2 Método de coleta e preparo para identificação dos fungos......... 31
3.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO............................................................ 33
3.4 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS...................................................... 60
4. CAPITULO 2 – Fungos patogênicos e endofíticos associados a Carinina
legalis............................................................................................................... 68
RESUMO......................................................................................................... 68
4.1 INTRODUÇÃO......................................................................................... 69
4.2 MATERIAL E MÉTODOS........................................................................ 71
4.2.1 Isolamento de fungos endofíticos.................................................. 71
4.2.2 Isolamento de fungos patogênicos................................................ 73
4.2.3 Herborização do material coletado................................................ 75
4.2.4 Identificação................................................................................... 75
4.2.5 Conservação................................................................................... 76
4.2.6 Teste de patogenicidade................................................................ 76
4.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO............................................................. 76
4.4 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS...................................................... 89
5. CONCLUSÕES GERAIS........................................................................ 94
FUNGOS ASSOCIADOS À CARINIANA LEGALIS (JEQUITIBÁ-ROSA) NA MATA
ATLÂNTICA, SUL DA BAHIA
RESUMO
A Mata Atlântica representa um dos ambientes mundiais mais ricos em biodiversidade, mesmo estando reduzida a menos de 8% da área original. No Sul da Bahia abriga grande diversidade e endemismo. Este trabalho visa contribuir para o conhecimento da diversidade de fungos endófiticos, fitopatogênicos e decompositores das follhas de Cariniana legalis. Foram selecionadas três áreas da Mata Atlântica do sul da Bahia, por sua biodiversidade e presença de árvores nativas de C. legalis. Seis coletas foram realizadas no período de janeiro a outubro de 2017. Para estudar a diversidade de fungos decompositores, folhas de C. legalis foram lavadas em água corrente e incubadas em câmara úmida, seguida da observação de estruturas fúngicas para confecção de lâminas semipermanentes. No estudo de fungos patogênicos e endofíticos foram coletadas folhas sintomáticas e assintomáticas do alto da copa, seguida de isolamento e identificação dos fungos encontrados. No total foram identificados 17 fungos associados as folhas de C. legalis, dos quais 13 decompositores: Beltrania querna, Beltraniella portoricensis, Brachysporiella sp., Chaetopsina fulva, Chaetospermum artocarpi, Kionochaeta ramifera, Menisporopsis pirozynskii, Pestalotiopsis neglecta, Thozetella sp., Thozetella havanensis, Trichothecium roseum, Volutella mínima e Wiesneriomyces aff. laurinus. Duas espécies de fungos patogênicos, Glomerella cingulata (anamorfo = Colletotrichum gloesporioides) e Pestalotiopsis neglecta e três endofíticos: Cladosporium dominicanum, Xylaria sp. e Gonatobotryum sp. Até o momento não há registros destes fungos associados a C. legalis, sendo considerados, assim, novas ocorrências para a espécie.
Palavras-chave: Biodiversidade. Taxonomia. Folhedo. Jequitibá Rosa.
FUNGI ASSOCIATED WITH JEQUITIBA-ROSA (Cariniana legalis), THREATENED
SPECIES BELONGING TO THE BRAZILIAN FLORA
ABSTRAT
Atlantic Forest represents one of the most rich environments on the planet, even though it is reduced to less than 8% of the original area. In the South of Bahia it shelters a wide diversity and endemism. This work aims to contribute to the knowledge of the diversity of endophytic, phytopathogenic and decomposing fungi of Cariniana legalis leaves. Three areas of the Atlantic Forest located in the southern Bahia were selected for their biodiversity and presence of native trees of C. legalis species. Six colletions were carried out from January to October 2017. To study decomposers fungi diversity, C. legalis leaves were washed in running water and incubated in a humid chamber, followed by the observation of fungal structures for the preparation of semi-permanent blades. In order to study the diversity of endophytic and pathogenic fungi that develop in the leaf tissue of C. legalis, symptomatic and asymptomatic leaves were collected from the tree top, followed by isolation and fungi identification. In total, 17 fungi associated with the leaves of C. legalis were identified, of which 13 decomposers: Beltrania querna, Beltraniella portoricensis, Brachysporiella sp., Chaetopsina fulva, Chaetospermum artocarpi, Kionochaeta ramifera, Menisporopsis pirozynskii, Pestalotiopsis neglecta, Thozetella sp., Thozetella havanensis, Trichothecium roseum, Volutella mínima e Wiesneriomyces aff. laurinus. Two species of pathogenic fungi, Glomerella cingulata (Anamorph = Colletotrichum gloesporioides) and Pestalotiopsis neglecta , and three endophytic: Cladosporium dominicanum, Xylaria sp. and Gonatobotryum sp. To date, there are no records of these fungi associated with C. legalis, thus being considered new occurrences for the species.
Keywords: Biodiversity. Taxonomy. Leaf litter. Pink Jequitiba
13
1. INTRODUÇÃO GERAL
Embora significativamente alterada, a Mata Atlântica ainda abriga uma grande
parcela da diversidade biológica brasileira, apresentando altos níveis de endemismo
(MYERS et al., 2000; ICMBIO, 2007). Uma das muitas espécies de plantas que
ocorrem neste bioma é a Cariniana legalis (Mart.) Kuntze, pertencente à família
Lecythidaceae, conhecida popularmente como Jequitibá-Rosa, Jequitibá-Vermelho,
Jequitibá-Cedro, Jequitibá-de-Agulheiro, Estopa, Jequitibá-Grande, Pau-Caixão,
Pau-Carga, Congolo-de-Porco, Caixão (LORENZI, 2002). Cariniana legalis ocorre
nas baixadas e encostas úmidas, sendo encontradas no estrato superior da Floresta
Ombrófila Densa, na formação Baixo-Montana e na Floresta Estacional
Semidecidual (RÊGO; POSSAMAI, 2001) e se encontra na categoria em perigo, na
lista oficial de espécies da flora brasileira ameaçadas de extinção, decorrente da
exploração desordenada e sem plantio de reposição (CNCFlora, 2012). Representa
uma das maiores e mais longevas árvores (LORENZI, 2002).
Em florestas nativas ou plantadas, a serrapilheira é considerada o meio mais
importante de retorno de nutrientes via decomposição (SOUZA; DADIVE, 2001),
sendo as folhas o principal componente depositado por espécies florestais,
representando um total de 50 a 80% desta serrapilheira (GAMA-RODRIGUES et al.,
2003; ARAÚJO et al., 2006; PEREIRA et al., 2008; SILVA et al., 2014). Os fungos
são os principais contribuintes para a biomassa microbiana do solo (BRANDÃO,
1992). No Brasil, estudos taxonômicos sobre fungos decompositores são escassos,
principalmente na Mata Atlântica, que apesar do elevado processo de intervenção,
contém uma parcela significativa da diversidade biológica brasileira (HERINGER;
MONTENEGRO et al., 2000).
As condições ambientais associadas à fisiologia do hospedeiro, como
umidade e temperatura, resultam em bom crescimento das plantas, mas em
contraponto podem favorecer o surgimento e desenvolvimento de doenças fúngicas
(LILJA, 2010). Segundo Dunn et al. (2009) a perda de uma espécie rara pode levar a
extinção de outros organismos que necessitam dela (coextinção). Tais efeitos
ocorrem com maior abrangência em interações mutualísticas e parasitárias. Estudos
14
descrevendo a coextinção de simbiontes associados a animais (KOH et al., 2004;
THACKER, 2006) reforçam a hipótese que fungos parasitas específicos correm o
risco de extinção, caso a população de hospedeiros seja reduzida. Porém, poucos
são os estudos de fungos associados às espécies vegetais em risco de extinção
(SIBOE et al., 2000; ROCHA et al., 2010; SILVA et al., 2016). Sendo assim, torna-se
importante o conhecimento de fungos associados às espécies da flora brasileira
ameaçadas de extinção, visto que áreas significativas da Mata Atlântica estão sendo
destruídas e fungos não conhecidos pela comunidade científica estão se tornando
extintos. O objetivo deste trabalho foi estudar a diversidade de fungos
decompositores, endofíticos e patogênicos que se desenvolvem em tecido foliar de
C. legalis.
15
2. REVISÃO DE LITERATURA
2.1 A Mata Atlântica
A Mata Atlântica, uma das maiores florestas das Américas (RIBEIRO, 2011),
vem sofrendo grandes modificações na sua estrutura (TABARELLI et al., 2010). Os
processos de degradação neste bioma, resultando na fragmentação e formação de
clareiras, são intensos e estão diretamente relacionados com a atividade antrópica
(PEREIRA, 2016).
Quando os portugueses chegaram ao Brasil, a Mata Atlântica era
parcialmente contínua, abrangendo uma área total de 1,3 milhão km²,
correspondendo cerca de 15% do território nacional. Sua cobertura florestal se
estendia ao longo da costa e penetrava pelo interior, englobando totalmente os
estados do Rio de Janeiro e do Espírito Santo, e parcialmente os estados do Rio
Grande do Sul, Santa Catarina, Paraná, São Paulo, Goiás, Mato Grosso do Sul,
Minas Gerais, Bahia, Alagoas, Sergipe, Paraíba, Pernambuco, Rio Grande do Norte,
Ceará e Piauí (MOURA, 2006; SOS MATA ATLÂNTICA, 2017).
A história da devastação da Mata Atlântica está relacionada à exploração
econômica de três plantas: o pau-brasil, a cana de açúcar e o café. A primeira
fornecia a madeira que fez a fortuna dos colonizadores portugueses. Em seguida,
veio a cana-de-açúcar, com a implantação dos primeiros engenhos no Nordeste e na
Capitania de São Vicente. Mais tarde, em meados do século XIX, outra atividade
econômica, a cafeicultura, impulsionou o desmatamento, quando mais de 400 mil
quilômetros quadrados sucumbiram ao seu cultivo. A grande produção de café gerou
um maior consumo de madeira pelas ferrovias, extraídas das florestas sob a forma
de dormentes para assentar os trilhos e lenha para alimentar as locomotivas (LEITE,
2007).
Atualmente, restam cerca 8,5% de remanescentes florestais da Mata
Atlântica, com área acima de 100 hectares (SOS MATA ATLÂNTICA, 2017).
Distribuídos de forma fragmentada, menos de 10% estão nos estados nordestinos
16
(MOURA, 2006), separadas por matrizes formadas por áreas de pastagens,
monoculturas agrícolas, estradas e áreas urbanas (SILVA et al., 2012).
A Mata Atlântica é reconhecida internacionalmente como um dos biomas com
maior prioridade para conservação em nível mundial, devido à sua alta diversidade
biológica, significativo número de espécies endêmicas e elevado grau de
fragmentação. A região sul baiana da Mata Atlântica constitui um dos centros de
endemismo mais importantes de todo o bioma (LANDAU et al., 2008), onde foram
encontradas mais de 450 espécies de árvores e cipós lenhosos em um hectare de
floresta amostrado, uma das maiores riquezas de espécies arbóreas por área do
mundo (SAMBUICHI, 2009). Nesta região, foram criadas reservas biologicamente
prioritárias e viáveis para a conservação da biodiversidade da Mata Atlântica, com o
objetivo de preservar ou restaurar a conectividade da paisagem e facilitar o fluxo
genético entre populações, aumentando a chance de sobrevivência ao longo prazo
das comunidades biológicas, resultando assim no equilíbrio ambiental (ARAUJO et
al., 1998).
Segundo Landau et al. (2008), a configuração espacial da paisagem sul
baiana é constituída por um elevado grau de fragmentação, formado por diversos
tipos de vegetação, dentre eles florestas densas, que se apresentam sob diferentes
estágios de regeneração e graus de vulnerabilidade; e também por diferentes
padrões de ocupação e usos do solo, como os formados pela agricultura cacaueira
na Região do Litoral Sul, e por extensos plantios de eucalipto e café no Extremo Sul,
além da pecuária extensiva.
Embora significativamente alterada, a Mata Atlântica ainda abriga uma grande
parcela da diversidade biológica do Brasil, com destaque para os altíssimos níveis
de endemismos, especialmente na região cacaueira da Bahia, região serrana do
Espírito Santo, Serra do Mar e Serra da Mantiqueira (HERINGER; MONTENEGRO,
2000).
17
2.2 Cariniana legalis
Cariniana legalis (Mart.) Kuntze, é conhecida popularmente como Jequitibá-
Rosa, Jequitibá-Vermelho, Jequitibá-Cedro, Jequitibá-de-Agulheiro, Estopa,
Jequitibá-Grande, Pau-Caixão, Pau-Carga, Congolo-de-Porco, Caixão (IPEF, 2017;
LORENZI, 2002). Tem como sinonímia botânica: Cariniana brasiliensis Casar e
Couratari legalis Martius (LORENZI, 2002; CNCFlora, 2012). O nome genérico
Cariniana é uma homenagem ao Príncipe Eugene de Savoia - Carignan, e o epíteto
vem do latim legalis (legal), devido à sua madeira ser classificada como de lei
(REITZ, 1981).
Cariniana legalis pertence à família Lecythidaceae, que compreende 20
gêneros, aos quais são associadas 440 espécies, com distribuição pantropical
(MORTON et al., 1997). Esta árvore ocorre nas baixadas e encostas úmidas, sendo
encontradas no estrato superior da Floresta Ombrófila Densa (Floresta Atlântica), na
formação Baixo-Montana e na Floresta Estacional Semidecidual (RÊGO;
POSSAMAI, 2001) e distribui-se geograficamente pelos estados de Alagoas, Bahia,
Espírito Santo, Minas Gerais, Pernambuco, Paraíba, Rio de Janeiro e São Paulo
(MARTINELLI; MORAES, 2013).
As condições ambientais ideais para seu desenvolvimento e crescimento são
temperatura média entre 25 e 35 °C; precipitação acima de 1.500 mm anuais e solos
profundos, férteis, ricos em matéria orgânica, possuindo tolerância moderada à luz
solar durante os primeiros anos de crescimento (RÊGO; POSSAMAI, 2001).
Apresentam cerca de 30 a 50m de altura, tronco cerca de 400 cm de
diâmetro a altura do peito (DAP) (INSTITUTO CABRUCA, 2014), vertical e cilíndrico,
revestido por casca pardacenta e fissurada (Figura 1A). Folhas simples (Figura 1B),
flores pequenas, fruto tipo pixídio lenhoso, com abertura circular de bordo liso
(Figura 1C). Encontra-se principalmente no interior da floresta primária densa, onde
ocupa o dossel superior, no entanto, tolera ambientes abertos (LORENZI, 2002;
SAMBUICHI et al., 2009).
18
Figura 1. Cariniana legalis. A – Exemplar de indivíduo adulto de Jequitibá-rosa; B –
Folhas; C–Fruto. (Fotos: Thaís Marcelo Souza)
A madeira apresenta cerne de coloração castanho e densidade classificada
como média, o que a torna de fácil trabalhabilidade, podendo ser amplamente
empregada para fabricação de móveis, saltos para confecção de calçados, cabos de
vassouras, tamancos, brinquedos, lápis, construção civil e obras internas
(RODRIGUES et al., 2012). A casca é um poderoso adstringente e possui grande
poder desinfetante, sendo muito usada na medicina popular contra inflamação da
garganta, amigdalite e faringite. As flores possuem potencial apícola e as sementes
possuem dispersão por anemocoria e compõem a dieta de animais, além de
indicadas para reflorestamento. Como aspecto negativo, a madeira apresenta baixa
resistência ao ataque de organismos xilófagos (RÊGO; POSSAMAI, 2001).
Cariniana legalis é uma das maiores e mais longevas árvores (LORENZI,
2002), podendo ultrapassar 500 anos de idade (MARTINELLI; MORAES, 2013). Se
encontra na lista oficial das espécies da flora brasileira ameaçadas de extinção,
categoria em perigo, decorrente da exploração desordenada e sem plantio de
reposição, sendo possível afirmar que C. legalis tenha sofrido um declínio
populacional de cerca de 50% nos últimos 300 anos (CNCFlora, 2012).
19
Existem indivíduos que são monumentos naturais e turísticos no Brasil, tais
como os encontrados: no Instituto Cabruca, situado num sistema agroflorestal, na
região cacaueira de Camacan, Sul da Bahia, considerado atualmente a maior árvore
da região, com 41m de altura e 4,27 m de DAP; na RPP Serra do Teimoso, que
também faz parte da lista das 10 maiores árvores do sul da Bahia, estando em 3ª
lugar, com 50 metros de altura e 3,40 de diâmetro (INSTITUTO CABRUCA, 2014).
Esta árvore é exuberante e muito ornamental, devido ao seu grande porte,
sendo recomendada para o paisagismo de parques e praças públicas (RODRIGUES
et al., 2012), além de apresentar importância para a preservação da diversidade e
riqueza de espécies epífitas, servindo de habitat para uma grande diversidade de
répteis, insetos, aves e primatas que se alimentam e procriam em sua copa (REIS;
FONTURA, 2009).
2.3 Os Fungos
Historicamente, os fungos foram considerados plantas (BLACKWELL;
SPATAFORA, 2011), por apresentarem algumas características em comum com
esses organismos, como: presença de parede celular, serem imóveis e produzirem
esporos (GUSMÃO; MAIA, 2006). Somente a partir de 1969 passaram a ser
classificados em um reino à parte, denominado Fungi (TRABULSI; ALTERTHUM,
2005).
O Reino Fungi constitui um dos maiores e mais importante, não só por possuir
papel vital na manutenção do equilíbrio natural dos ecossistemas, mas por concernir
a um grupo de grande importância para os seres humanos, acarretando benefícios e
prejuízos a estes (CANNON; SUTTON, 2004). Segundo Spatafora et al. (2017),
baseando-se em técnicas bioquímicas e moleculares, o Reino Fungi representa um
grupo formado por oito filos: Cryptomycota, Microsporidia, Blastocladiomycota,
Chytridiomycota, Zoopagomycota, Mucoromycota, Ascomycota e Basidiomycota. Os
fungos são organismos eucariontes, aclorofilados, que se reproduzem através de
esporos formados por processos sexuais e assexuais (KIRK et al., 2008).
Geralmente formam micélio filamentoso, cujas paredes contêm essencialmente
quitina (WEBSTER; WEBER, 2007). Armazenam glicogênio como substância de
reserva, apresentam nutrição absortiva, onde os nutrientes são derivados de
20
polímeros complexos que são degradados por enzimas, secretadas no meio externo
(TORTORA et al., 2012). São cosmopolitas e vivem associados a plantas e animais
vivos ou mortos, estando presente em ambientes terrestres e aquáticos.
Ecologicamente são responsáveis pela decomposição e fertilização do solo
nos ecossistemas florestais (ALEXOPOULOS et al., 1996). Na agricultura, podem
atuar de forma benéfica associando-se às raízes de algumas plantas, ou podem ter
efeito deletério, provocando doenças e, em casos extremos, ocasionando a morte da
planta (SILVA; COELHO, 2006).
Estes microrganismos têm acesso à planta hospedeira através de tecidos
danificados ou aberturas naturais, como os estômatos, hidatódios e lenticelas, ou
durante períodos de estresse fisiológico (DUTRA; WENDLING, 2010). Porém,
também há aqueles que possuem estrutura especializada, chamada de apressório,
que têm a capacidade de penetrar diretamente no tecido do hospedeiro.
Atualmente, estima-se que haja cerca de 5,1 milhões (BLACKWELL, 2011) ou
2,2 a 3,8 milhões de espécies de fungos em todo o mundo (HAWKSWORTH;
LÜCKING, 2017), considerado depois dos insetos, o grupo mais diverso do planeta
(SANTOS, 2015). Entre os anos de 1993 e 2009, foram listados na base de dados
“Fungos Relatados em Plantas no Brasil”, quase 7 mil espécies de fungos
associados a cerca de 3.700 espécies de plantas (EMBRAPA, 2018). Shivas e Hyde
(1997) estimam que haja cerca de 50 fungos patogênicos por gênero de planta.
Na natureza, os fungos destacam-se como os principais agentes
decompositores de material vegetal, pois possuem uma capacidade eficiente na
degradação de celulose (DIX; WEBSTER, 1995). Esta ação decompositora é
indispensável para o equilíbrio biológico da Terra, sendo essencial para a reciclagem
de nutrientes.
Os fungos conidiais, representam a fase anamorfa do Filo Ascomycota e
Basidiomycota (KIRK et al. 2008), apresentando como característica principal a
produção de estruturas que originam esporos assexuais, denominados conídios,
originados apenas por mitose e com produção contínua. Apresentam também
estruturas somáticas de vários tipos como setas, células de separação, vesículas,
apressórios, clamidósporos, entre outras. A taxonomia do grupo é baseada no modo
de formação e desenvolvimento dos esporos. Existe grande diversidade na
21
morfologia desses fungos, que estão presentes em praticamente todos os substratos
existentes na natureza (ALEXOPOULOS et al., 1996).
Também há àqueles fungos que atuam como patógenos, ocupando uma
posição importante na agricultura e também nas populações naturais. Demonstram
uma enorme diversidade no modo pelo qual ocorre a interação com seus
hospedeiros, sendo que alguns podem viver por longos períodos em tecidos mortos
e, outros, dependem completamente das células vivas (BURDON; SILK, 1997).
Os fungos fitopatogênicos podem se tornar endofíticos em determinado
período de sua vida. O contrário também pode ocorrer, fungos endofíticos são
capazes de se tornar patogênicos em condições de estresse do hospedeiro
(SCHULZ; BOUYLE, 2005).
Mesmo com a dedicação de muitos pesquisadores, ainda são poucos os
trabalhos que abordam a diversidade de fungos associados às espécies de plantas
nativas altamente ameaçadas (GRANDI; SILVA, 2006; ROCHA et al., 2010; SILVA
et al., 2016; SIBOE et al., 2000). Entretanto esforços têm sido empregados para
ampliar a lista de táxons. A ênfase no estudo da diversidade de fungos associados a
espécies da flora brasileira ameaçadas de extinção é justificada, considerando que a
perda de uma espécie rara pode levar a extinção de outros organismos que
necessitam dela (processo de coextinção) (DUNN et al., 2009).
22
2.5 Referências Bibliográficas
ALEXOPOULOS, C. J; MIMS, C. W. & BLACKWELL, M. Introductory Mycology. 4. ed. New York: John Wiley & Sons, 1996.
ARAÚJO, R. S de. et al. Aporte de serapilheira e nutrientes ao solo em três modelos de
revegetação na Reserva Biológica de Poço das Antas, Silva Jardim, RJ. Floresta e Ambiente, Seropédica, v. 12, n. 2, p. 16-24, 2006.
BLACKWELL, M. The fungi: 1, 2, 3 … 5.1 million species? American Journal of
Botany, v. 98(3): 426–438, 2011.
BLACKWELL, M.; SPATAFORA, W. J. Fungi and their allies. In: GREGORY, M. M.; GERALD, F. B.; MERCEDES, S. F. Biodiversity of Fungi: Inventory and Monitoring Methods. 2011.
BOTOSSO, P. C.; MATTOS, P. P. A idade das árvores: importância e aplicação. Colombo: Embrapa Florestas, (Embrapa Florestas. Documentos, 75), p. 25, 2002.
BRANDÃO, E.M. Os componentes da comunidade microbiana do solo. In: CARDOSO, E.J.B.N.; TSAI, S.M.; NEVES, M.C. (Eds.) Microbiologia do solo. Campinas: Sociedade Brasileira de Ciência do Solo, p. 1-15. 1992.
CANNON, P. F.; SUTTON, B. C. Microfungi on wood and plant debris. In: MUELLER, G.
M.; BILLS, G. F, Foster MS (eds.). Biodiversity of fungi: inventory and monitoring methods. San Diego, Elsevier Academic Press, p. 217-240. 2004.
CARRIS, L. M.; C. R. LITTLE.; C. M. STILES. Introduction to Fungi. The Plant Health
Instructor. 2012.
CNCFlora. Cariniana legalis in Lista Vermelha da flora brasileira versão 2012.2 Centro Nacional de Conservação da Flora. Disponível em <http://cncflora.jbrj.gov.br/portal/pt-br/profile/Cariniana legalis>. Acesso em 10 outubro 2017.
DIX, N. J; WEBSTER, J. Fungal Ecology. Chapman & hall, London, 1995.
DUNN, R. R. et al. The sixth mass coextinction: are most endangered species parasites and mutualists?. Proceedings of the Royal Society B, v. 276: 3037–3045, 2009.
DUTRA, L. F; WENDLING, I. Produção de mudas de eucalipto. Colombo: Embrapa floresta, 184 p, 2010.
EMPRESA BRASILEIRA DE PESQUISA AGROPECUÁRIA (Embrapa). Banco de Dados - Fungos Relatados em Plantas no Brasil. Disponível em> http://pragawall.cenargen.embrapa.br/aiqweb/michtml/micbanco01a.asp>Acesso 10 de Janeiro de 2018.
23
GAMA-RODRIGUES, A. C.; BARROS, N. F.; SANTOS, M. L. Decomposição e liberação de nutrientes do folhedo de espécies florestais nativas em plantios puros e mistos no sudeste da Bahia, Brasil. Revista Brasileira de Ciência do Solo, Viçosa, MG, v. 27, p. 1021-1031, 2003.
GRANDI, R. A. P.; SILVA, T. de V. Fungos anamorfos decompositores do folhedo de Caesalpinia echinata Lam. Revista Brasileira Botânica. v. 29: 275-287, 2006.
GUSMÃO, L. F. P.; MAIA, L. C. Os Fungos. In: GIULIETTI, A. M et al. Diversidade e Caracterização dos Fungos do Semi-Árido Brasileiro. Recife. Associação Plantas do Nordeste, 2006.
GUERRERO, R. T; SILVEIRA, R. M. B. Glossário ilustrado de fungos: termos e
conceitos aplicados à micologia. 2º ed. UFRGS: Porto Alegre, 2003.
HAWKSWORTH, D. L.; LÜCKING, R. Fungal Diversity Revisited: 2.2 to 3.8 Million Species. Microbiology Spectrum, 2017.
HERINGER, H.; MONTENEGRO, M. M. AVALIAÇÃO e ações prioritárias para a conservação da biodiversidade da Mata Atlântica e Campos Sulinos/por: Conservation International do Brasil, Fundação SOS Mata Atlântica, Fundação Biodiversitas, Instituto de Pesquisas Ecológicas, Secretaria do Meio Ambiente do Estado de São Paulo, SEMAD/Instituto Estadual de Florestas-MG. Brasília: MMA/ SBF, 40p, 2000.
ICMBIO. Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade. 2007. Disponível em:<http://www.icmbio.gov.br/portal/unidadesdeconservacao/biomas-brasileiros/mata-atlantica. Acesso em: 27 setembro 2017.
INSTITUTO CABRUCA. “Maior Jequitibá do Brasil”, 2014. (Nota técnica).
INSTITUTO DE PESQUISAS E ESTUDOS FLORESTAIS. (IPEF). Identificação de Espécies Florestais. Disponível em:< http://www.ipef.br/identificacao/nativas/detalhes.asp?codigo=5>. Acesso em: 23 novembro 2017.
KOH, L. P. et al. Species coextinctions and the biodiversity crisis. Science. v. 305: 1632-1634, 2004.
KIRK, P. M et al. Dictionary of the Fungi. 10th ed. Wallingford: CAB International, 2008.
LANDAU, E. C., HIRSCH, A., MUSINSKY, J. Vegetation cover and land use in the Atlantic forest of southern Bahia, Brazil, based on satellite imagery: a comparison among municipalities. In: Thomas, W.W., Britton, E. G. (Eds.), The Atlantic Coastal Forest of Northeastern Brazil. Memmoirs of the New York Botanical Garden, v. 100. The New York Botanical Garden Press, New York, 2008.
LILJA, A. et al. Fungal diseases in forest nurseries in Finland. Silva Fennica v. 44 (3): 525-545, 2010.
LEITE, M. Brasil: paisagens naturais - espaço, sociedade e biodiversidade nos grandes biomas brasileiros. São Paulo: ática, 128 p, 2007.
24
LORENZI, H. Árvores brasileiras: manual de identificação e cultivo de plantas arbóreas nativas do Brasil. 4. ed. Nova Odessa: Instituto Plantarum, v. 1: 368, 2002.
MARTINELLI, G.; MORAES, M, A. Livro vermelho da flora do Brasil. 1. ed. - Rio de Janeiro: Instituto de Pesquisas Jardim Botânico do Rio de Janeiro, 1100 p, 2013.
MORTON, C. M. et al. Phylogenetic relationships of Lecythidaceae: A cladistic analysis using rbcL sequence and morphological data. American Journal of Botany, v. 84: 530-540, 1997.
MOURA, F. de B. P. Introdução: conceito, abrangência e principais ameaças à Mata Atlântica brasileira. In: A Mata Atlântica em Alagoas. EDUFAL: 88 p, 2006.
MYERS, N. et al. Biodiversity hotspots for conservation priorities. Nature, v. 403, 2000.
PEREIRA, M. G.; MENEZES, L. F. T. de.; SCHULTZ, N. Aporte e decomposição da serapilheira na floresta atlântica, ilha da Marambaia, Mangaratiba, RJ. Ciência Florestal, Santa Maria, v. 18, n. 4, p. 443-454, 2008.
PEREIRA, P. et al. Short-term vegetation recovery after a grassland fire in Lithuania: the effects of fire severity, slope position and aspect. Land Degrad. Develop, v. 27, n. 5, p. 1523–153, 2016.
RÊGO, G. M.; POSSAMAI, E. Recomposição Florestal: Cultivo do jequitibá-rosa (Cariniana legalis). Aracaju: Embrapa Tabuleiros Costeiros, 24 p, 2001.
REIS, J. R. de M.; FONTOURA, T. Diversidade de bromélias epífitas na Reserva Particular do Patrimônio Natural Serra do Teimoso – Jussari, BA. Biota Neotrop. v. 9, 2009.
REITZ, R. Lecitidáceas. Itajaí: Herbário Barbosa Rodrigues, (Flora ilustrada catarinense). 32 p, 1981.
RIBEIRO, M.C. et al. The Brazilian Atlantic Forest: A Shrinking Biodiversity Hotspot. In: Frank E. Zachos; Jan Christian Habel. In: ZACHOS, F.E., HABEL, J. C. Biodiversity Hotspots: Distribution and Protection of Conservation Priority Areas. Berlin: Springer-Verlag, p. 405 434, cap. 23. 2011.
ROCHA, F, B. et al. Foliar mycobiota of Coussapoa floccose, a highly threatened tree of the Brazilian Atlantic Forest. Mycologia, v. 102: 1241–1252, 2010.
RODRIGUES, B. P. et al. Cariniana legalis (Mart.) Kuntze (Lecythidaceae): Descrição dendrológica e anatômica. Enciclopédia Biosfera, Centro Científico Conhecer, Goiânia, v.8: 15- 19, 2012.
SAMBUICHI, R. H. R.; MIELKE, M. S.; PEREIRA, C. E. Nossas árvores: conservação, uso e manejo de árvores nativas no sul da Bahia. Editus, 296 p, 2009.
SAMBUICHI, R. H. R. A Mata Atlântica, Biodiversidade e Conservação. In: SAMBUICHI, R. H. R; MIELKE, M. S; PEREIRA, C. E. Nossas Árvores: conservação, uso e manejo de árvores nativas do sul da Bahia. Editus. 296 p, 2009.
25
SANTOS, E. R. D. dos. Material complementar ao livro Sistemática Vegetal I: Fungos. Florianópolis, 2015.
SHIVAS, R. G, HYDE, K. D. Diversity of plant pathogenic fungi in the tropics. In: Biodiversity of Tropical Microfungi. Hyde, KD. (ed.). University Press of Hong Kong, Hong Kong, p. 47-56, 1997.
SIBOE, G. M.; KIRK, P. M.; DAVID, J. C.; CANNONA, P. F. Necrotrophic fungi from Kenyan endemic and rare plants. Journal article: Sydowia, v.52: 286-304, 2000.
SILVA, R. R. da S.; COELHO, G. D. Fungos: principais grupos e aplicações biotecnológicas. Instituto de botânica-IBt. São Paulo, 2006.
SILVA, D. C. G.; CARVALHO, M. C. C. G.; MEDRI, C.; MEDRI, M. E.; RUAS, C. F.; RUAS, E. A.; RUAS, P. M. Genetic Structure and Diversity of Brazilian Tree Species from Forest Fragments and Riparian Woods. Genetic Diversity in Plants, p.391-412, 2012.
SILVA, M DA. et al. Naming Potentially Endangered Parasites: Foliicolous Mycobiota of Dimorphandra wilsonii, a Highly Threatened Brazilian Tree Species. Journal Plos One, 2016.
SILVA, H. F.; BARRETO, P. A. B.; SOUSA, G. T. de O.; AZEVEDO, G. B.; GAMA-
RODRIGUES, E. F.; Oliveira, F. G. R. B. Decomposição de serapilheira foliar em
três sistemas florestais no Sudoeste da Bahia. Revista Brasileira de Biociências,
Porto Alegre, v. 12: 164-172, 2014.
SPATAFORA, J. W.; AIME, M. C.; GRIGORIEV, I. V.; MARTIN, F.; STAJICH, J.; BLACKWELL, M. The Fungal Tree of Life: from Molecular Systematics to Genome-Scale Phylogenies. Microbiology Spectrum American Society for Microbiology Press, 2017.
SOS. Atlas dos remanescentes florestais da Mata Atlântica. Disponível em:
https://www.sosma.org.br/>. Acesso em:19 de julho 2017.
SOUZA, J. A.; DAVIDE, A. C. Deposição de serrapilheira e nutrientes em uma mata não
minerada e em plantações de bracatinga (Mimosa scabrella) e de eucalipto
(Eucalyptus saligna) em áreas de mineração de bauxita. Rev. Cerne, Lavras, v. 7:
101-113, 2001.
TABARELLI, M. et al. Prospects for biodiversity conservation in the Atlantic Forest:
Lessons from aging human-modified landscapes. Elsevier, v.143: 2328–2340,
2010.
THACKER, J. L.; HOPKINS, G. W.; DIXON, A. F. G. Aphids and scale insects on
threatened trees: coextinction in a minor threat. Oryx, v. 40: 233–236, 2006.
TORTORA, G. J. et al. Microbiologia. Editora Artmed, 10º edição, pag. 330 – 363, 2012.
26
TRABULSI, L. R.; ALTERTHUM, F. Microbiologia. Editora Atheneu, São Paulo, 718 p,
2005.
WEBSTER, J., WEBER, R. W. S. Introduction to Fungi. 3rd edition. Cambridge
University Press, Cambridge, 2007.
27
3 CAPÍTULO 1 FUNGOS CONIDIAIS ASSOCIADOS AO FOLHEDO DE Cariniana legalis EM FRAGMENTOS DE MATA ATLÂNTICA NO SUL DA BAHIA
RESUMO Três áreas do Sul da Bahia foram utilizadas para o estudo de fungos conidiais, decompositores do folhedo de Cariniana legalis. Foram realizadas seis coletas no período de janeiro a outubro de 2017. Utilizou-se a técnica de lavagem em água corrente e incubação em câmara úmida, para isolamento dos fungos e montagem de lâminas semipermanentes. Estruturas fúngicas microscópicas foram observadas e preparadas lâminas semipermanentes. O material estudado foi depositado no Tropical Fungarium (TFB) da Universidade Estadual de Santa Cruz. Foram identificados 13 fungos associados ao folhedo de C. legalis: Beltrania querna, Beltraniella portoricensis, Brachysporiella sp., Chaetospermum artocarpi, Chaetopsinia fulva, Kionocheta ramifera, Menisporopsis pirozynskii, Pestalotiopsis neglecta, Trichothecium roseum, Thozetella havanensis, Thozetella sp., Volutella mínima e Wiesneriomyces aff. laurinus. O número de espécies identificadas indica que apesar do elevado processo de intervenção que a Mata Atlântica vem sofrendo ao longo dos anos, a mesma ainda abriga uma parcela significativa da diversidade biológica brasileira, sendo considerada área propícia para o desenvolvimento de ampla diversidade de fungos, os quais desempenham papel de destaque para a conservação eficiente dos recursos renováveis e dos ecossistemas.
Palavras-chave - Jequitibá-Rosa. Taxonomia. Diversidade. Decompositores.
28
3.1 INTRODUÇÃO
Embora significativamente alterada, a Mata Atlântica ainda abriga uma grande
parcela da diversidade biológica brasileira, apresentando altos níveis de endemismo
(MYERS et al., 2000; ICMBIO, 2007). Uma das muitas espécies de plantas que
ocorrem neste bioma é a Cariniana legalis (Martius) Kuntze, pertencente à família
Lecythidaceae, conhecida popularmente como Jequitibá-Rosa, Jequitibá-Vermelho,
Jequitibá-Cedro, Jequitibá-de-Agulheiro, Estopa, Jequitibá-Grande, Pau-Caixão,
Pau-Carga, Congolo-de-Porco, Caixão (LORENZI, 2002).
Cariniana legalis ocorre nas baixadas e encostas úmidas, sendo encontrada
no estrato superior da Floresta Ombrófila Densa, na formação Baixo-Montana e na
Floresta Estacional Semidecidual (RÊGO; POSSAMAI, 2001). Porém, a mesma se
encontra na lista oficial de espécies da flora brasileira ameaçadas de extinção,
categoria em perigo, decorrente da exploração desordenada e sem plantio de
reposição (CNCFlora, 2012). Representa uma das maiores árvores e mais longevas
(LORENZI, 2002), e suas folhas atuam como repositório de matéria orgânica do
solo.
Em florestas nativas ou plantadas, a serapilheira é considerada o meio mais
importante de retorno de nutrientes via decomposição (SOUZA; DADIVE, 2001),
composta por resíduos de origem vegetal e animal, que caem sobre o solo por meio
de diversos processos (SANTOS; GAMARGO, 1999). As folhas são os principais
componentes depositados por espécies florestais, representando um total de 50 a
80% da serrapilheira (GAMA-RODRIGUES et al., 2003; ARAÚJO et al., 2006;
PEREIRA et al., 2008; SILVA et al., 2014). A degradação das folhas é realizada por
microrganismos, sendo os fungos o grupo que mais contribui para a biomassa
microbiana do solo, ocorrendo numa densidade populacional de 104 a 106
organismos por grama de solo (BRANDÃO, 1992). Estudos relatam que a maioria
das espécies decompositoras de folhedo pertence aos fungos conidiais, sendo
estes classificados em três grupos: Blastomycetes, Hyphomycetes e Coelomycetes
(SEIFERT et al., 2011).
Os Hyphomycetes, grupo mais estudado, apresentam estrutura de
reprodução denominada conidioma. Os conidiomas, quando agrupados, recebe o
29
nome de sinema ou esporodóquio. Os sinemas possuem conidióforos e células
conidiogênicas densamente unidos, com conídios geralmente produzidos no ápice
desta estrutura. Os esporodóquios consistem em conidiomas curtos e com aspecto
almofadado. Os Coelomycetes possuem conidiomas conhecidos como picnídios,
acérvulos e estruturas intermediárias a estas. Os picnídios são globosos ou têm
aspecto de garrafa. Os acérvulos possuem conidióforos curtos e densamente
unidos, são circulares ou irregulares, às vezes imersos no hospedeiro ou rompendo
a camada de células deste. Os Blastomycetes são representados por leveduras de
reprodução assexual, incluindo alguns ascomicetos e basidiomicetos (SEIFERT et
al, 2011; KIRK et al, 2008). Na literatura, algumas terminologias são utilizadas para
se referir aos fungos conidiais, como anamórficos e assexuais (SEIFERT;
SAMUELS 2000, KIRK et al., 2008).
Estudos dos fungos que atuam na decomposição de folhas no Brasil foram
iniciados por Sutton e Hodges Jr. (1975; 1976) e Sutton (1975), que descreveram a
partir do folhedo de Eucalyptus spp. novas espécies e novas ocorrências para o
país. Mas somente a partir da década de 90 os trabalhos se tornaram mais
frequentes, resultando em novas descobertas para a América do Sul e Brasil
(CASTANEDA-RUIZ et al., 2006; MARQUES et al., 2007; BARBOSA et al., 2007;
GUSMAO et al., 2008). Contudo, a maior parte dos trabalhos realizados no bioma
Mata Atlântica foi no Estado de São Paulo (GUSMÃO et al. 2001; GRANDI;
GUSMÃO 2002; GRANDI; SILVA, 2006).
30
3.2 MATERIAL E MÉTODOS
3.2.1 Áreas de estudo
Durante o período de Janeiro/2017 a Outubro/2017, foram realizadas seis
coletas, em três áreas de abrangência da Mata Atlântica, perfazendo um total de 2
coletas por área, situadas nos municípios de Ilhéus (Área da Uesc), Jussari (Reserva
Particular do Patrimônio Natural da Serra do Teimoso) e Buerarema (Fazenda
Antares).
3.2.2 Área da Uesc
Situada no município de Ilhéus-BA (14º, 48’ 0’’ S, 39º 10’ 0’’ W), possui
aproximadamente 10 hectares. Apresenta pluviosidade média anual de 1946 mm e
temperatura média 24.5 °C. Sua área é formada por espécies vegetais primárias e
secundárias. Os objetivos dessa área são garantir a conservação da biodiversidade,
implementar propostas que viabilizem a vivência humana (dos estudantes,
pesquisadores) em harmonia com a natureza e ser uma área de pesquisa sobre a
Mata Atlântica. Trabalhos com sistemas agroflorestais, apicultura, agricultura
orgânica, plantas medicinais, cultivos de coco, cana de açucar, goiaba, banana e
outros, fazem parte das práticas agroecológicas desenvolvidas nessa área.
3.2.3 Reserva Particular do Patrimônio Natural da Serra do Teimoso
A Reserva Particular do Patrimônio Natural da Serra do Teimoso (RNST),
localizada no município de Jussari (15° 12’S; 39° 29’ W), Bahia, possui
aproximadamente 200 hectares. A área é classificada como de transição da floresta
úmida para a floresta tropical semidecidual, possuindo precipitação anual média de
1.800 mm e a temperatura média de 24 ºC. Amorim et al. (2005) afirmam que neste
fragmento florestal são encontradas espécies de grande valor madeireiro, tais como
Brosimum guianense (Oiticica), Paubrasilia echinata (Pau-Brasil); Cariniana legalis
(Jequitibá-Rosa); Lecythis pisonis (Sapucaia); Plathymenia reticulata (Vinhático),
dentre outras.
31
3.2.4 Fazenda Antares
A Fazenda Antares, localizada no município de Buerarema (14° 57’34’’ S; 39°
17’ 59’’ W), apresenta precipitação média anual de 1.292 mm e temperatura média
de 24 °C, possui aproximadamente 40 hectares, formados por floresta primária e
secundária. Os objetivos dessa área são garantir a conservação da biodiversidade e
implementar propostas que viabilizem ao proprietário o uso da terra de forma
sustentável. Anteriormente não foram realizadas pesquisas científicas nessa área.
3.2.2 Método de coleta e preparo para identificação dos fungos
Em cada propriedade foram selecionados um indivíduo de C. legalis. Na
serrapilheira destes indivíduos folhas em estado de decomposição (folhedo
disponível na base das árvores) foram coletadas de forma aleatória, perfazendo um
total de 36 folhas por coleta.
As amostras de material vegetal foram guardadas em sacos de papel Kraft,
transportadas ao Laboratório de Fitopatologia e Nematologia da Uesc e processadas
segundo a técnica descrita por Castaneda-Ruiz et al. (2006), com modificações
realizadas por Marques et al. (2008). As folhas foram submetidas a um fluxo de
água, mantida constante por uma hora, em escorredor tipo doméstico depositado
sobre bandeja plástica (Figura 1A), que foram inclinados cerca de 45°, de modo que
o jato d’água não incidisse diretamente sobre os restos vegetais e a água da
lavagem pudesse ser eliminada escorresse pelas aberturas. Após esse processo, as
folhas foram colocadas sobre papel toalha estéril por cerca de 20 minutos, para
secagem (Figura 1B). Posteriormente, as amostras foram acondicionadas em
câmara úmida (placa de Petri + papel toalha estéril umedecido). Foram preparadas
12 placas por coleta, onde em cada placa foram colocadas três folhas.
As placas de Petri foram colocadas sobre um suporte, no fundo de uma caixa
de isopor (Figura 1C), cujas paredes e tampa estavam recobertas por papel toalha
32
umedecido. Para manutenção da umidade foi adicionado água destilada estéril (150
ml) com algumas gotas de glicerina, utilizada devido ao seu grande poder de
umectação. Periodicamente a caixa era aberta por cerca de 15 minutos, para
circulação do ar.
Figura 1. Metodologia utilizada para fungos decompositores do folhedo
de Cariniana legalis. A – Folhedos submetidos a um fluxo de água; B –
Substratos sobre papel toalha; C – Câmara úmida; D – Folhedos em
câmara úmida.
Após 72 horas de incubação, o material foi observado em lupa e revisado
periodicamente, durante 25 dias. Os microfungos foram isolados com uma agulha
fina e colocados em meio de montagem semipermanente (lactofenol com ou sem
azul de algodão e/ou resina PVL: álcool polivinílico + lactofenol). Através de
observações em microscópio ótico foram mensuradas 30 unidades de cada estrutura
de importância taxonômica (conídios, conidióforos, setas, entre outras) por fungo
encontrado, para posterior identificação com auxílio de bibliografia específica. Foi
realizado o isolamento em meio de cultura Batata-Dextrose-Ágar para o crescimento
do micélio. As folhas colonizadas foram posteriormente colocadas em estufa,
33
submetidas a uma temperatura aproximada de 50 ºC e transformadas em exsicatas
definitivas para depósito no Tropical Fungarium (TFB), UESC.
3.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Foram identificadas 13 espécies de fungos (Tabela 1) associadas ao folhedo
de C. legalis. Os táxons são apresentados em ordem alfabética e foram feitos
comentários bem como informações sobre a distribuição geográfica.
34
Beltrania querna Harkn., Bull. Calif. Acad. Sci. 1: 39 (1884)
Figura 2
Setas retas ou flexuosas, surgindo de célula basal lobada, não ramificada,
septada, lisa, castanho-escura,145–185 × 4–5 μm; conidióforos macronematoso,
mononematoso, reto ou ligeiramente flexuosos, solitários ou em grupo, septado, liso,
castanho-claro, 60–250 × 2,5 – 5 μm; célula de separação oboval, lisa, hialina 9–
12× 4–5 μm; célula conidiogênica poliblásticas, terminais, integradas, simpodiais,
com dentículos evidentes, lisa, subhialina; conídios solitários, 0–septo, com uma
banda hialina situada acima da parte mais larga, assimetricamente bicônico, base
em forma de “U”, ápice apendiculado, liso, castanho-claro, 22–32 × 6–9 μm;
apêndice pontiagudo, hialino, 4–6 μm comp. Colônia em BDA marrom escura a
negra.
Comentários: Espécies do grupo Beltrania são comumente relatadas em
estudos de diversidade e sucessão fúngica (MAIA 1983; RAMBELLI 2011;
SHANTHI; VITTAL 2012, e outros). O gênero é composto por 17 espécies (INDEX
FUNGORUM, 2018) e caracteriza-se pela conidiogênese holoblástica e morfologia
dos conídios. Amplamente distribuído, sendo comumente encontrado em folhas em
decomposição (GUSMÃO; GRANDI, 1996; GUSMÃO et al. 2001; BARBOSA et al.
2009; ALMEIDA et al. 2011; CASTRO et al. 2012; MAGALHÃES et al. 2013 e
outros). Beltrania querna foi inicialmente registrada em folhas mortas de Quercus sp.
(KIRK, 1983).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Ilhéus, Área da Uesc
Formação do Horto e Recuperação da Mata, 21/01/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB0122); 14/07/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0123); no Município de Buerarema,
Fazenda Antares, 09/05/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0124); no Município de Jussari,
35
Reserva Particular do Patrimônio Natural Serra do Teimoso, 12/08/2017, T.M. Souza
s.n. (TFB0125).
Distribuição geográfica: Cosmopolita.
Figura 2. Beltrania querna Harkn. A – Célula de separação aderida ao conidióforo e seta castanho-escura (seta); B – Dentículos (seta); C – Conídios; D – Colônia em meio BDA. Barras: A e B = 10 μm; C= 20 μm.
36
Beltraniella portoricensis (F. Stevens) Piroz. & S.D. Patil, Can. J. Bot. 48: 575.
1970.
Figura 3
Setas retas ou recurvadas, septadas, simples, pontiagudas no ápice,
originadas de células basais lobadas, parede espessa e lisa quando jovens e
verrugosas na maturidade, agrupadas ou solitárias, castanho-escuras, 63–148 × 2–5
μm. Conidióforos originados de células basais lobadas próprias ou da mesma
célula lobada que originou as setas, em pequenos grupos ou solitários. Células
conidiogênicas com desenvolvimento simpodial, denticuladas, poliblásticas,
terminais, integradas, lisas, castanho-claras a hialinas. Conídios lageniformes a
clavados, com ápice arredondado ou truncado e base rostrada, unicelulares, com
uma banda hialina transversal na região mediana, lisos, solitários, originados dos
dentículos da célula conidiogênica ou das células de separação, castanho-claros a
hialinos, 17– 27 × 4– 5 μm.
Comentários: Beltraniella portoricensis tem quatro sinônimos: Ellisiella
portoricensis, Ellisiellina portoricensis, Ellisiopsis portoricensis e Ellisiopsis gallesiae
(PIROZYNSKI; PATIL 1970). O táxon está amplamente distribuído em regiões
tropicais, subtropicais e temperadas, sendo geralmente isolado de folhas em
decomposição (PIROZYNSKI; PATIL, 1970; GUSMÃO; GRANDI, 1996). No Brasil a
espécie já foi isolada no Estado de São Paulo por Gusmão et al. (2001), Grandi e
Gusmão (2002) e Silva e Grandi (2008); no Estado da Bahia por Gusmão et al.
(2005); em Pernambuco, como Ellisiopsis gallesiae (SILVA; MINTER, 1995).
Beltraniella portoricensis distingue-se facilmente pelas suas cerdas simples ou
coroadas e conidióforos simples ou ramificados com células conidiogênicas
denticulares, simpodiais e conídios lageniformes ou piriformes (CHEN; TZEAN,
2009).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Jussari, Reserva
Particular do Patrimônio Natural Serra do Teimoso, 19/03/2017, T.M. Souza s.n.
37
(TFB); no Município de Buerarema, Fazenda Antares; 13/05/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB).
Distribuição geográfica: Cosmopolita. Esta é uma das espécies mais
isoladas do gênero. Havendo o registro na Austrália (MATSUSHIMA, 1989), Brasil
(GUSMÃO et al., 2001; GRANDI; GUSMÃO, 2002), Costa Rica (MERCADO-
SIERRA et al., 1997), Cuba (DELGADO; MENA, 2004), Estados Unidos da
América, Nova Zelândia (HUGHES; PIROZYNSKI, 1971), México (HEREDIA;
MERCADO-SIERRA, 1998), Peru (MATSUSHIMA, 1993), Taiwan
(MATSUSHIMA, 1980), Índia (VITTAL; DORAI, 1995).
Figura 3. Beltraniella portoricensis. A – Aspecto geral; B – Porção apical apresentando células conidiogênicas e conídios; C – Conídios, apresentando célula de separação (seta). D – Setas verrucosas. Barras: A e D = 30 μm; B e C = 10 μm.
38
Brachysporiella sp. Bat., in Batista & Vital, Bol. Secr. Agric. (Pernambuco) 19(1-2):
108 (1952)
Figura 4
Conidióforos macronemáticos, mononemáticos, eretos, retos ou levemente
flexuosos, simples, septados, lisos, castanhos claro 38–90 x 3–4 μm; Células
conidiogênicas integradas, terminais, simpodiais; Conídios solitários, parede
espessa, lisos, elipsoides a arredondados, apresentando 1 septo fortemente
pigmentado, 11–19 x 8–16 μm.
Comentários: Brachysporiella foi introduzida por Batista (1952) como B.
gayana, espécie tipo. O gênero é caracterizado por conidióforos ramificados ou não
ramificados, sem rizóides basais. A conidiogênese é monoblástica, com um único
conídio produzido no ápice de cada célula. Conídios são lisos, multiseptados e
tipicamente com faixas muito escuras de pigmentação nos septos. Atualmente,
compreende cerca de 12 espécies sapróbias, que geralmente são encontradas
crescendo em madeira e folhedo (WHITTON et al., 2012; RESTREPO et al., 2017).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Ilhéus, Área da Uesc:
Formação do Horto e Recuperação da Mata, 19/07/2017, T.M. Souza s.n. (TFBXX);
no Município de Jussari, Reserva Particular do Patrimônio Natural Serra do Teimoso;
29/08/2017, T.M. Souza s.n. (TFBxx).
Distribuição geográfica: Brasil (MENDES et al., 1998; SUTTON, 1993),
Cuba (DELGADO; PORTALES, 2004), Austrália (TAYLOR; HYDE, 2003), Hong
Kong (LU, et al., 2000), India (MUNJAL; GILL, 1962) África (PARTRIDGE et al.,
1999), California (FRENCH, 1989), Venezuela (CASTANEDA et al., 2003).
39
Figura 4: Brachysporiella sp. A - Conidióforo; B – Conídios com um septo
fortemente pigmentado. Barras: A= 20 μm; B= 10 μm.
40
Chaetopsina fulva Rambelli, Atti Accad. Sci. Ist. Bologna, Cl. Sci. Fis. Rediconti 3: 5. 1956. Figura 5
Conidióforos setiformes, eretos ou flexuosos, distinto das hifas, 7–13 septos,
simples, porção apical afilada, estéril e ornamentada, originados de célula basal
alargada, com porção basal lisa, parede espessa, solitários, 175,1–244,9 × 5–8,6 μm
largura na base, 1,6–5,1 μm largura no ápice. A septação dos conidióforos tornam-
se mais frequente a partir da porção mediana onde se localiza a estrutura
conidiogênica. Células conidiogênicas enteroblásticas, fialídicas, discretas,
hialinas. Estrutura conidiogênica originada de pequenas ramificações de células da
porção mediana do conidióforo. Conídios cilíndricos, estreitos, arredondados nas
extremidades, unicelulares, parede lisa, agrupados em massa mucilaginosa,
hialinos, 7–10 × 1–2 μm.
Comentários: Chaetopsina possui características morfológicas semelhantes
com Chaetopsis Grev., Gonytrichum Nees & T. Nees e Phaeostalagmus W. Gams.
Diferindo-o de Chaetopsis por este apresentar fiálides muito divergentes com parede
espessa e robusta; de Gonytrichum por este originar células conidiogênicas a partir
de células diferenciadas e posicionadas em verticilos no eixo principal do
conidióforo, característica que também separa Chaetopsina de Phaeostalagmus
(SAMUELS, 1985).
Kionochaeta P.M. Kirk & B. Sutton foi proposto a partir da segregação de
espécies de Chaetopsina, apresentando conidióforos setiformes vigorosos e
castanhos, diferindo de Chaetopsina, pois este apresenta os conidióforos
amarelados em preparações com ácido lático, além da fase teleomorfa ser diferente
(KIRK; SUTTON 1985; SAMUELS 1985). Análise das relações filogenéticas entre as
espécies-tipo (Chaetopsina e Kionochaeta), demonstraram que esses gêneros estão
bem delimitados morfologicamente e que a fase teleomorfa de Chaetopsina está
relacionada a Hypocreales, enquanto que de Kionochaeta a Sordariales (Okada et
al. 1997).
41
Atualmente Chaetopsina compreende 24 espécies (Index Fungorum, 2018),
comuns na serapilheira dos trópicos, subtrópicos e regiões temperadas (ELLIS 1971,
SAMUELS 1985, GOH; HYDE 1997), demonstrando ampla distribuição geográfica.
Onofri e Zuccconi (1991) estudaram a conidiogênese em microscopia eletrônica de
varredura e confirmaram o desenvolvimento enteroblástico dos conídios a partir de
fiálides, revelando que alguns conídios se tornam ligeiramente equinulados.
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Ilhéus, Área da Uesc:
Formação do Horto e Recuperação da Mata, 29/01/2017, T.M. Souza s.n. (TFB);
11/07/2017, T.M. Souza s.n. (TFB);
Distribuição geográfica: No Brasil C. fulva já foi isolada nos Estados de São
Paulo, Piauí e Bahia (da SILVA; GRANDI, 2008; FORZZA, et al., 2010; GUSMÃO et
al., 2001; GUSMÃO et al., 2005; GUSMÃO et al., 2006). Na Bahia a mesma foi
registrada na região da Chapada Diamantina e Serra da Jacobina.
Figura 5. Chaetopsina fulva. A – Aspecto geral; B – Conídios; C – Parte do conidióforo com septos mais freqüentes na região conidiogênica; D – Porção apical do conidióforo afilada (seta). Barras: A e C = 30 μm; B = 5 μm e D = 2 μm.
42
Chaetospermum artocarpi (Nag Raj) Nag Raj (1993). Figura 6
Conidioma globoso a subgloboso, 290–400 x 200–360 μm, de cor amarelo
creme quando úmido, com parede gelatinosa. Conidióforos agregados, septados,
parede lisa. Células conidiogênicas holoblásticas, discreta ou integrada, hialinas,
cilíndricas a subcilíndricas, produzindo conídios no ápice. Conídio cilíndrico, com
extremidades arredondadas, ligeiramente curvado, 20–26 x 4–5 μm, asseptado,
hialino, parede lisa, 3 apêndices em cada extremidade, 10–15 μm de comprimento.
Comentários: Chaetospermum foi estabelecido por Saccardo em 1892. A
consulta ao INDEX FUNGORUM (2018) revelou a ocorrência de treze espécies
pertencente a este gênero. Apresentando distribuição mundial (MUNTANOLA-
CVETKOVIC; GOMEZ-BOLEA, 1993; MARINCOWITZ et al., 2010; RAJESHKUMAR
et al., 2010). As espécies são sapróbios comuns em terra, água doce e lixo
(RAJESHKUMAR et al., 2010). O gênero é caracterizado por conidioma fechado,
quando seco e tornando-se gelatinoso, pulverizado e de grande abertura após a
reidratação (SUTTON, 1980).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Jussari, Reserva
Particular do Patrimônio Natural Serra do Teimoso, 20/03/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB); 16/08/2017, T.M. Souza s.n. (TFB).
Distribuição geográfica: Brasil (GRANDI; SILVA 2006), Cuba, India (NAJ RAJ,
1993) e Tailândia (TANGTHIRASUNUN et al., 2014).
43
Figura 6. Chaetospermum artocarpi: A – Folha morta com conidioma; B – Conidioma (seta) na superfície do hospedeiro; C – Conídios. Barra: C= 20 μm.
44
Kionochaeta ramifera (Matsush.) P.M. Kirk & B. Sutton, 1986 [1985].
Chaetopsina ramifera Matsush. Microfungi of the Solomon Islands and Papua-New
Guinea (Osaka): 13 (1971).
Figura 7
Conidióforos setiformes, eretos, simples, retos ou curvos, septados, 192–
262,5 μm de comprimento e 5–7,5 μm de largura, ápice agudo, na parte mediana do
conidióforo são formados 4–6 ramos setiformes laterais. Células conidiogênicas
originadas próximas à base das setas laterais, formando uma massa gelatinosa em
que se encontram as fiálides e os conídios. Conídios asseptados, alongados,
curvados, hialinos, de 6–10 x 1μm.
Comentários: Anteriormente descrito em Chaetopsina foi renomeado como
espécie de Kionochaeta por Kirk e Suton (1985). K. ramifera é relativamente comum,
sendo resgitrada em vários países, inclusive no Brasil. Marques et al. (2008)
relataram sua ocorrência na Bahia, associado à decomposição de substratos
vegetais em fragmento de Mata Atlântica, Serra da Jibóia.
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Buerarema, Fazenda
Antares, 19/05/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0143); 27/10/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB0148); no Município de Ilhéus, Área da Uesc: Formação do Horto e
Recuperação da Mata, 18/07/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0137).
Distribuição geográfica: K. ramifera já foi encontrada no Brasil, Venezuela,
Cuba, México e Vietnam (GRANDI; ATTILI, 1996; CASTANEDA et al., 2003;
MARQUES, 2007; GREGORIO; PORTALES, 2004; MERCADO; HEREDIA, 1994).
45
Figura 7. Kionochaeta ramifera. A – Aspecto geral; B – K. ramifera sobre
folhedo de C.legalis; C – Conídios; D – Setas laterais; E – Detalhe da massa
gelatinosa em que se encontram as fiálides e os conídios. Barras: A e D = 20
μm; C e E = 5 μm.
46
Menisporopsis pirozynskii Varghese & V.G. Rao 1978.
Figura 8
Seta septada, ereta, reta ou ligeiramente flexuosa, simples, lisa, castanho
escuro na base para castanho pálido no ápice, 317,5–347,5 × 4,5–9 μm. Conidioma
do tipo sinêmio, reto ou ligeiramente flexuoso, marrom. Células conidiogênicas
monofialídicas, integradas, cilíndricas, suaves. Conidios solitários, 0-septos,
alantóide, agregados em uma massa viscosa, hialina, 12–15 × 2–3 μm, com duas
sétulas em cada extremidade, 6–10 μm de comprimento.
Comentários: O gênero Menisporopsis compreende 13 espécies (INDEX
FUNGORUM, 2018). Menisporopsis pirozynskii é caracterizada por conídios com
duas sétulas em cada extremidade. Nesta espécie, as sétulas podem ser
encontradas em números e posições variáveis (MOUCHACCA, 1990; CABELLO et
al., 1993; CASTAÑEDA RUIZ et al., 1997). No Brasil, a espécie foi descrita pela
primeira vez em São Paulo, em folhas de Miconia cabussu (GUSMÃO et al., 2001).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Buerarema, Fazenda
Antares, 23/05/2017 T.M. Souza s.n. (TFB0156); 25/10/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB0158); no Município de Ilhéus, Área da Uesc: Formação do Horto e
Recuperação da Mata, 27/01/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0152); 17/07/2017, T.M.
Souza s.n. (TFB0157); e no Município de Jussari, Reserva Particular do Patrimônio
Natural Serra do Teimoso, 16/03/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0161).
Distribuição geográfica: Menisporopsis pirozynskii já foi relatada no Brasil
(GUSMÃO et al., 2001); México (Begerow et al., 2000); Cuba (Castaneda et al.,
1997).
47
Figura 8. Menisporopsis pirozynskii. A – Conidioma e
conídios agregados (seta); B – Células conidiogênicas; C –
Seta septada; D – Conídios com sétulas (seta). Barras: A e
C = 30 μm; B = 10; D = 5 μm.
48
Pestalotiopsis neglecta (Thüm.) Steyaert, Trans. Br. mycol. Soc. 36(2): 83 (1953).
Figura 9
Conidioma acervular, globoso, solitário ou agregado, marrom escuro a preto,
150–350 μm. Células conidiogênicas discretas, cilíndricas a subcilindircas,
hialinas, 6–18 x 2–5 μm. Conídios de 5 células, fusiforme, estreito, reto ou algumas
vezes curvado, afunilando-se na base, geralmente 17–26 μm de comprimento;
células intermediárias pálidas a oliváceas,11–16 x 5–7 μm; células hialinas apicais
longas, cônicas, com 3 apêndices de 13–25 μm de comprimento e 1 apêndice basal
ereto de 3–7 μm de comprimento. Micélio ramificado, septado, hialino a marrom
claro. Conidiomas do tipo acervular. Colônia em BDA aos 10 dias de idade
esbranquiçadas, formando massas escuras contendo estruturas reprodutivas.
Comentários: O gênero Pestalotiopsis é amplamente distribuído, ocorrendo
em solos, ramos, sementes, frutos e folhas, podendo atuar como parasitas,
endofíticos ou sapróbios (JEEWON et al., 2004), existindo atualmente cerca de 300
espécies descritas (INDEX FUNGORUM, 2018). Seus conidióforos são produzidos
dentro de um corpo de frutificação, denominado acérvulo
(MAHARACHCHIKUMBURA et al., 2014). Os conídios em geral apresentam cinco
células, sendo três células medianas de coloração marrom e duas células (apical e
basal) hialinas, com dois ou mais apêndices apicais (sétulas) (JEEWON et al., 2002).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Ilhéus, Área da Uesc
Formação do Horto e Recuperação da Mata, 28/01/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB0134); 21/07/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0139); no Município de Buerarema,
Fazenda Antares, 19/05/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0141); 23/10/2017, T.M. Souza
s.n. (TFB0142); no Município de Jussari, Reserva Particular do Patrimônio Natural
Serra do Teimoso, 26/03/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0147); 16/08/2017, T.M. Souza
s.n. (TFB0148).
49
Distribuição geográfica: Austrália (YUAN, 1996); Brasil (BARGUIL et al.,
2008; CERQUEIRA et al., 2013); Bulgaria (SAMEVA, 2004); China (HU et al., 2007;
WEI et al., 2005); Cuba (URTIAGA, 1986) India (MATHUR, 1979); Japão
(WATANABE et al., 2010); Portugal (ESPINOZA et al., 2008).
Figura 9. Pestalotiopsis neglecta. A – Sobre folha morta; B – Sinais;
C – Conídios; D – Colônia em meio BDA. Barra: C = 20 μm.
50
Thozetella sp. Kuntze 1891.
Figura 10
Conidioma do tipo sinemio, ereto, castanho. Conidióforos extensos,
densamente unidos, difíceis de serem individualizados e medidos, castanhos.
Células conidiogênicas fialídicas na extremidade dos conidióforos. Conídios
lunados a fusiformes, hialinos, 10–14 x 2 μm. Sétulas retas ou recurvadas,
localizadas nas extremidades dos conídios, hialinas. Células estéreis
(“microawns”) sigmóides, recurvadas.
Comentários: Thozetella sp. caracteriza-se por apresentar conidiomas
constituídos pelo adensamento dos conidióforos e células conidiogênicas resultando
em estruturas denominadas sinema ou esporodóquio, os quais originam conídios e
células estéreis (“microawns”) envoltos por massa mucilaginosa. Os conídios são
morfologicamente muito semelhantes entre as espécies, lunados, fusiformes,
naviculados e elíptico-fusiformes, unicelulares, hialinos e com sétula nas
extremidades. Os microawns, células com função desconhecida e peculiares ao
gênero, são utilizadas para delimitar as espécies. (BARRON, 1968; PIROZYNSKI;
HODGES, 1973; CASTAÑEDA-RUIZ, 1984; ALLEGRUCCI et al. 2004; JEEWON et
al. 2009).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Ilhéus, Área da Uesc:
Formação do Horto e Recuperação da Mata, 20/01/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB0150).
Distribuição geográfica: No Brasil, Thozetella sp. foi registrada pela primeira
vez por Katz (1981), no Estado do Amazonas. O gênero está amplamente distribuído
(da SILVA; GRANDI, 2008; KOBAYASHI, 2007; PINRUAN et al., 2007; ZHUANG,
2001), apresentando seu estádio teleomorfo em Chaetosphaeria (Ascomycota)
(KIRK et al., 2001).
51
Figura 10. Thozetella sp. A – Aspecto geral; B – Conidioma do tipo sinema e conídios em mucilagem dispostos no ápice; C – Conídios lunados ou fusiformes com uma sétula em cada extremidade. Barras: A e B = 20 μm; C = 10 μm.
52
Thozetella havanensis R.F. Castañeda, Revta Jardín bot. Nac., Univ. Habana 5(1):
69 (1984).
Figura 11
Conidiomas castanho-amarelados. Conidióforos densamente unidos,
difíceis de serem individualizados e medidos, castanho-claros. Células
conidiogênicas na extremidade dos conidióforos, fialídicas, afiladas, castanho-
claras a hialinas. Conídios lunados ou fusiformes, unicelulares, afilados, com uma
sétula em cada extremidade, parede delicada, lisos, agrupados por mucilagem,
hialinos, 10–16 × 2 μm. Sétulas retas ou recurvadas, filiformes, delicadas,
localizadas nas extremidades dos conídios, hialinas, 5–6 μm. Células estéreis
(“microawns”) sigmóides, recurvadas, ornamentadas, ápice e base arredondados,
originadas das células conidiogênicas juntamente com os conídios, hialinas, 14–16 ×
1,9–2,7 μm.
Comentários: As espécies de Thozetella apresentam como estruturas de
reprodução sinema e esporodóquio. De modo geral, os sinemas apresentam grande
variação na forma, são constituídos por conidióforos e células conidiogênicas
monofialídicas densamente agregados, são eretos, robustos ou estreitos. Os
esporodóquios também constituídos pelo adensamento dos conidióforos e células
conidiogênicas, são curtos. Os conidióforos são eretos, ramificados, septados, lisos;
já as células conidiogênicas são monofialídicas, integradas, lisas e castanho-claras a
hialinas. Os conídios são estruturas de dispersão, em sua maioria lunados, mas
existem os fusiformes, naviculados e elíptico-fusiformes, não possuem septos e
contêm uma sétula filiforme em cada extremidade. As células estéries (“microawns”)
são originadas das células conidiogênicas e são observadas ao redor da massa
mucilaginosa de conídios, apresentam formas distintas e peculiares a cada espécie
(BARRON, 1968; PIROZYNSKI; HODGES, 1973; CASTAÑEDA-RUIZ,1984;
ALLEGRUCCI et al. 2004; PAULUS et al. 2004; JEEWON et al., 2009).
53
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Ilhéus, Área da Uesc:
Formação do Horto e Recuperação da Mata, 23/07/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB0152); e no Município de Buerarema, Fazenda Antares, 09/05/2017, T.M.
Souza s.n. (TFB0162); 15/10/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0163).
.
Distribuição geográfica: Brasil (GRANDI et al., 1995; SILVA e GRANDI,
2008), Cuba (CASTAÑEDA RUIZ, 1984; MERCADO-SIERRA et al., 1997;
DELGADO; MENA, 2004) e Nigéria (CALDUCH et al., 2002).
Figura 11. Thozetella havanensis. A – Conidioma (seta) na superfície do hospedeiro; B – Aspecto geral de T. havanensis corados com lactofenol azul de algodão; C – Conídios e célula estéril recurvada (seta). D – Colônia em meio BDA contendo estruturas reprodutivas do fungo. Barras: B = 20 μm; C = 10 μm.
54
Trichothecium roseum (Pers.) Link, Mag. Gesell. naturf. Freunde, Berlin 3(1-2): 18
(1809).
Figura 12
Conidióforos longos, finos, eretos, não ramificados, hialinos, muitas vezes
ligeiramente inchados nas pontas, 162,5–362,5 x 2,5 μm. Conídios hialinos, 1–
septo, paredes grossas, com protuberância achatada na base, 15,5–25 × 7,5–12,5
μm. Colônias em meio BDA com textura de camurça, que de início são brancas,
mas desenvolvem uma cor rosa claro a pêssego ao longo do tempo.
Comentários: O gênero é composto por 17 espécies (INDEX FUNGORUM,
2018) amplamente distribuídas, sendo comumente encontrado em folhas em
decomposição (BARNETT e HUNTER, 1972).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Ilhéus, Área da Uesc:
Formação do Horto e Recuperação da Mata,18/10/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0229);
no Município de Buerarema, Fazenda Antares, 10/05/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB0230); no Município de Jussari, Reserva Particular do Patrimônio Natural Serra
do Teimoso, 08/03/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0231).
Distribuição geográfica: cosmopolita.
55
Figura 12. Trichothecium roseum. A – Conidióforos (setas); B – Conídios (setas); C
– Colônia em meio BDA. Barras: A= 30 μm; B = 10 μm.
56
Volutella minima Höhn., Sber. Akad. Wiss. Wien, Math.-naturw. Kl., Abt. 1 118:
1543. (1909).
Figura 13
Esporodóquios sésseis, hialinos. Setas retas, pontiagudas no ápice, pouco
septadas, lisas, parede espessa, hialinas, 180–317,5 x 2,5–7,5 μm. Conidióforo e
células conidiogênicas densamente unidos, difíceis de serem visualizados e
medidos. Conídios unicelulares, cilíndricos, com extremidades arredondadas,
hialinos, agrupados em mucilagem, 6–8 x 1–2 μm.
Comentários: Os espécimes aqui estudados apresentaram características
morfológicas semelhantes (SAMUELS, 1977; GUSMÃO; GRANDI, 1997). A espécie
mais próxima de V. minima é V. ciliata, diferindo na forma e dimensões dos conídios
(PFENNING, 1993; DOMSCH et al., 1993). De acordo com Samuels e Dumont
(1982), a fase teleomórfica é Nectria consors (Ellis & Everh.) Seaver. Cerca de 140
espécies deste gênero já foram registradas (INDEX FUNGORUM, 2018).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Jussari, Reserva
Particular do Patrimônio Natural Serra do Teimoso, 10/03/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB0222), 28/08/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0223); no Município de Buerarema,
Fazenda Antares 10/10/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0224).
Distribuição geográfica: Indonésia (MCKENZIE; HYDE, 1996) Java, Nova
Zelândia, Panamá, (SAMUELS; DUMONT, 1982); Brasil, Índia, Reino Unido
(PFENNING, 1993); Estados Unidos da América (GRAFENHAN et al., 2011).
No Brasil, a espécie foi registrada, nos Estados do Pará (PFENNING, 1993),
Paraná (GUSMÃO; GRANDI 1997), São Paulo (GUSMÃO et al., 2001; GRANDI
2004; SILVA; GRANDI, 2008) e na Bahia (GUSMÃO, 2003; GUSMÃO et al., 2005).
57
Figura 13. Volutella minima. A – Conidioma do tipo esporodóquio séssil com setas hialinas e conídios em mucilagem; B – Conidioma envolto por setas pontiagudas (seta); C – Conídios; D – Colônia em meio BDA. Barras: B = 30 μm; C = 5 μm
58
Wiesneriomyces aff. laurinus
Figura 14
Conidiomas em esporodóquio, sésseis, castanhos a castanho-claros. Setas
eretas, septadas, simples, pontiagudas no ápice e bulbosas na base, parede
espessa, lisas, castanhas, 100–275 × 5–10 μm larg. na base bulbosa × 2,5–7,5 μm
larg. acima da base. Conidióforos macronematosos, ramificados e células
conidiogênicas unidas, originando esporodóquio pequeno e pouco desenvolvido.
Conídios dispostos em cadeias simples de 6–9 unidades, ligados por um istmo e
agrupados em mucilagem, 36–76 × 2–3 μm. Cadeias constituídas por conídios
cilíndricos e cuneiformes, unicelulares, asseptados, lisos, hialinos, 6–13 × 2–3 μm.
Comentários: Wiesneriomyces foi introduzido por Koorders em 1907, com a
espécie tipo W. javanicus Koord. No entanto, esse fungo já havia sido descrito
anteriormente, sob o nome de Volutellaria laurina Tassi (SUETRONG et al., 2014).
Até 1988, conhecia-se apenas esta espécie dentro do gênero e assim foi registrada
em vários países do globo. Atualmente o gênero abriga quatro espécies: W. laurinus
(Tassi) P.M. Kirk, W. conjunctosporus Kuthub & Nawawi, W. javanicus Koord e W.
machilicola D.W. Li, Jing Y. Chen & Yi X. Wang. Dentre estas, a que apresenta
características morfológicas que mais se assemelham com o espécime encontrado é
W. laurinus, diferindo desta, por apresentar menor número de setas, mais curtas e
eretas (100–275 × 5–10 μm vs. 199,7-542,9 × 10-18,7); além dos seus conídios
serem maiores (6-13 x 2-3 vs. 7,5-10 x 1,9-2).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: município de Jussari, Reserva
Particular do Patrimônio Natural Serra do Teimoso, 16/03/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB0233).
Distribuição geográfica: No Brasil Wiesneriomyces laurinus foi registrado
nos estados do Paraná (GUSMÃO; GRANDI, 1997); São Paulo (GUSMÃO et al.,
2001; GrANDI; GUSMÃO, 2002); Grandi (2004); Grandi; Silva (2006) e Bahia:
Gusmão et al. (2005).
59
Figura 14. Wiesneriomyces aff. laurinus. A – Conidioma do tipo esporodóquio com conídios em mucilagem; B – Setas; C – Conídios em cadeias. Barras: A = 40 μm; B = 20; C = 30 μm.
60
3.4 Referências Bibliográficas
ALMEIDA, D.A.C.; SANTA IZABEL, T.S.; GUSMÃO, L.F.P. Fungos conidiais do bioma
Caatinga I. Novos registros para o continente americano, Neotrópico, América do Sul e Brasil. Rodriguésia, v 62: 43-53, 2011.
ALLEGRUCCI, N.; CAZAU M.C.; CABELLO, M.N.; ARAMBARRI, A.M. Thozetella
buxifolia sp. nov. – a new hyphomycete from Argentina. Mycologia, v. 90: 275-279, 2004.
AMORIM, A. M. et al. The Vascular Plants of a Forest Fragment in Southern Bahia, Brazil. Brit.org,SIDA, v. 21:1727- 1752, 2005.
ARAÚJO, R. S de. et al. Aporte de serapilheira e nutrientes ao solo em três modelos de revegetação na Reserva Biológica de Poço das Antas, Silva Jardim, RJ. Floresta e Ambiente, Seropédica, n. 2, v. 12: 16-24, 2006.
BARBOSA, F. R. et al. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. New species Deightoniella rugosa & Diplocladiella cornitumida with new records for the neotropics. Mycotaxon, v. 102: 39-49, 2007.
BARBOSA, F.R.; MAIA, L.C.; GUSMÃO, L.F.P. Fungos conidiais associados ao folhedo
de Clusia melchiorii Gleason e C. nemorosa G. Mey. (Clusiaceae) em fragmento de
Mata Atlântica, BA, Brasil. Acta Botanica Brasilica, v 23: 79-84, 2009.
BARGUIL et al. Ocorrência de Pestalotiopsis neglecta em Ananas lucidus. Summa Phytopathol, Botucatu, v. 34, p. 96, 2008.
BARNETT, H. L.; HUNTER, B. B. Illustrated Genera of Imperfect Fungi. 3rd edition. Burgess Publishing Company, Minneapolis, Minnesota, p. 1-241, 1972.
BARRON, G.L. The Genera of Hyphomycetes from Soil. Robert E. Krieger Publishing,Huntington, 1968.
BRANDÃO, E. M. Os componentes da comunidade microbiana do solo. In: CARDOSO, E.J.B.N.; TSAI, S.M.; NEVES, M.C. (Eds.) Microbiologia do solo. Campinas: Sociedade Brasileira de Ciência do Solo, p. 1-15. 1992.
CABELLO, M.; CAZAU, C.; ARAMBARRI, A. Estudio sistematico de los Hyphomycetes del Rio Santiago. VI. (Buenos Aires, Argentina). Boletín de la Sociedad Argentina de Botánica v. 29: 11-14, 1993.
CALDUCH, M., et al. Hyphomycetes from Nigerian rain forests. Mycologia, v. 94: 127-135, 2002.
61
CASTAÑEDA RUIZ, R. F. Nuevos taxones de Deuteromycotina: Arnoldiella robusta gen. et sp. nov., Roigiella lignicola gen. et sp. nov., Sporidesmium pseudolmediae sp. nov. y Thozetella havanensis sp. nov. Revista del Jardín Botánico Nacional, v. 5: 57-87, n. 1, 1984.
CASTAÑEDA RUÍZ, R. F.; ITURRIAGA, T.; GUARRO, J. A new species of Cordana from Venezuela. Mycotaxon, v. 73: 1-8, 1999.
CASTANEDA RUIZ, R. F.; CANO, J.; GUARRO, J. Notes on conidial fungi VI. Menisporopsis. Mycotaxon, v. 64: 335-342, 1997.
CASTANEDA-RUIZ, R. F. et al. Microfungi from Venezuela, A new species of Brachydesmiella, a new combination, and new records. Mycotaxon, v. 85: 211-229, 2003.
CASTAÑEDA-RUIZ, R. F. et al. Some Hyphomycetes from Brazil. Two new species of Brachydesmiella. Two new combinations for Repetophragma, and new records. Mycotaxon, v. 95: 261-270, 2006.
CASTRO, C.C.; GUTIÉRREZ, A.H.; SOTÃO, H.M.P. Fungos conidiais em Euterpe
oleracea Mart. (açaizeiro) na Ilha do Combu, Pará-Brasil. Acta Botanica Brasilica, v
26: 761-771, 2012.
CERQUEIRA, K. S. et al. Fungos endófitos em plantas ornamentais tropicais na Bahia. Revista Agrotrópica, v. 25: 223 – 232, n.3, 2013.
CHEN, J. L; TZEAN, S. S. Some Hyphomycetes (Deuteromycotina) Beltraniella and
its allies in Taiwan. Fung. Sci. v. 24: 1–14, 2009.
CNCFlora. Cariniana legalis in Lista Vermelha da flora brasileira versão 2012.2 Centro Nacional de Conservação da Flora. Disponível em <http://cncflora.jbrj.gov.br/portal/pt-br/profile/Cariniana legalis>. Acesso em 10 agosto 2017.
da SILVA, P.; GRANDI, R. A. P. Hyphomycetes sobre o folhedo de Caesalpinia echinata Lam. com duas novas citações para o Brasil. Hoehnea, v. 35: 477-488, n. 4, 2008.
DELGADO-RODRIGUEZ, G.; MENA-PORTALES, J. Hifomicetos (hongos anamorficos) de la reserva ecologica "alturas de banao" (Cuba). Bol. Soc. Micol. Madrid 28: 115-124, 2004.
DOMSCH, K. H.; GAMS, W.; TRAUTE-HEIDI, A. Compendium of soil fungi. IHW - Verlag, Eching, 1993.
ELLIS, M.B. Dematiaceous Hyphomycetes. Commonwealth Mycological Institute Kew, Surrey, 1971.
ELLIS, M. B. Dematiaceous hyphomycetes. Commonwealth mycological Intitute Kew, Surrey, England, 1976.
ESPINOZA, J. G. et al. Canker and Twig Dieback of Bluberry Caused by Pestalotiopsis spp. and a Truncatella sp. in Chile. v. 92: 1407-1414, 2008.
62
FRENCH, A.M. California Plant Disease Host Index. Calif. Dept. Food Agric.,
Sacramento, 394 pages, 1989.
FORZZA, R. C et al. Catálogo de plantas e fungos do Brasil, Rio de Janeiro, Instituto de Pesquisas Jardim Botânico do Rio de Janeiro, v. 1, 2010.
GAMA-RODRIGUES, A. C.; BARROS, N. F.; SANTOS, M. L. Decomposição e liberação de nutrientes do folhedo de espécies florestais nativas em plantios puros e mistos no sudeste da Bahia, Brasil. Revista Brasileira de Ciência do Solo, Viçosa, MG, v. 27: 1021-1031, 2003.
GOH, T.K.; HYDE, K.D. The generic distinction between Chaetopsina and Kionochaeta,
with descriptions of two new species. Mycological Research, v 101: 1517-1523,
1997.
GRAFENHAN, T. et al. An overview of the taxonomy, phylogeny, and typification of nectriaceous fungi in Cosmospora, Acremonium, Fusarium, Stilbella, and Volutella. Stud. Mycologia, v. 68: 79-113, 2011.
GRANDI, R. A. P.; GRANDI, C. A.; DELITTI, W. B. C. Hyphomycetes sobre folhas em decomposição de Cedrela fissilis Vell. Hoehnea, v. 22: 27-37, 1995.
GRANDI, P. R. A.; ATTILI, S. D. Hyphomycetes on Alchornea triplinervia (Spreng.) Muell. Arg. leaf litter from the ecological reserve Jureiaitatins, State of Sao Paulo, Brazil. Mycotaxon, v. 60: 373-386, 1996.
GRANDI, R. A. P.; GUSMÃO, L. F. P. Hyphomycetes decompositores do folhedo de Tibouchina pulcra Cogn. Revista Brasileira de Botânica, n.1, v. 25: 79-87, 2002.
GRANDI, R. A. P. Anamorfos da serapilheira nos Vales dos Rios Moji e Pilões, município de Cubatão, São Paulo, Brasil. Hoehnea, v. 31: 225-238, 2004.
GRANDI, R. A. P.; SILVA, T, de V. Fungos anamorfos decompositores do folhedo de Caesalpinia echinata Lam. Revista Brasileira de Botânica, n.2, v. 29: 275-287, 2006.
GREGORIO, D.; PORTALES, J. M. Hifomicetos (hongos anamorficos) de la reserva ecologica "alturas de banao" (Cuba). Bol. Soc. Micol. Madrid, v. 28: 115-124, 2004.
GUSMÃO, L. F. P.; GRANDI, R. A. P. Espécies do grupo Beltrania: Hyphomycetes associadas a folhas de Cedrella fissilis Vell. (Meliaceae), em Maringá, PR, Brasil. Hoehnea, v. 23: 91-102, 1996.
GUSMÃO, L. F. P.; GRANDI, R.A.P. Hyphomycetes com conidiomas dos tipos esporodóquio e sinema associados a folhas de Cedrela fissilis (Meliaceae), em Maringá, PR, Brasil. Acta Botanica Brasilica, v. 11: 123- 134, 1997.
GUSMÃO, L. F. P.; GRANDI, R. A. P.; MILANEZ, A.I. Hyphomycetes from leaf litter of Miconia cabussu in the Brazilian Atlantic Rain Forest. Mycotaxon, v. 79: 201-213, 2001.
63
GUSMÃO, L. F. P.; BASEIA, I. G. A List of type specimens of microfungi described by P. Hennings held at the Herbarium of Instituto de Botânica (SP). Mycotaxon, v. 78: 491-497, 2001.
GUSMÃO, L. F. P. Microfungos associados a folhas em decomposição de plantas nativas de Campos Rupestres do Estado da Bahia, Brasil. Tese de Doutorado, Universidade de São Paulo, São Paulo, 2003.
GUSMÃO, L. F. P.; GÓES NETO, A.; CRUZ, A. C. R. Fungos. In: JUNCÁ, A. F.; FUNCH, L.; ROCHA, W. (orgs.). Biodiversidade e Conservação da Chapada Diamantina. Ministério do Meio Ambiente, Brasília, p. 227-236, 2005.
GUSMÃO, L. F. P. et al. Diversidade e caracterização dos fungos do semi-árido brasileiro, v. 2: 161-201, 2006.
GUSMÃO, L. F. P. et al. New species and records of Paliphora from the Brazilian semiarid region. Mycologia, v. 100: 292-295, 2008.
HEREDIA-ABARCA, G.; MERCADO SIERRA, A. Tropical hyphomycetes of Mexico. III. Some species from the Calakmul Biosphere Reserve, Campeche. Mycotaxon, v. 68: 137-143, 1998.
HUGHES, S. J.; PIROZYNSKI, K. A. New Zealand Fungi. 15. Beltraniella, Circinotrichum, and Gyrothrix (Syn. Peglionia). New Zealand J. Bot. v. 9: 39-45, 1971.
HU, H. et al. Phylogenetic diversity of endophytic Pestalotiopsis species in Pinus armandii and Ribes spp.: evidence from rDNA and beta-tubulin gene phylogenies. Fung. Diversity, v. 24: 1-22, 2007.
ICMBIO. Instituto Chico Mendes de Conservação da Biodiversidade. Disponível em: http://www.icmbio.gov.br/portal/unidadesdeconservacao/biomas-brasileiros/mata-atlantica. Acesso em de setembro de 2017.
JEEWON, R.; LIEW, E.C.Y.; HYDE K.D. Phylogenetic evaluation of species nomenclature of Pestalotiopsis In relation to host association. Fungal Diversity v. 17: 39-55, 2004.
JEEWON, R.; LIEW, E. C. Y.; HYDE, K. D. Phylogenetic relationships of Pestalotiopsis and allied genera Inferred from ribosomal DNA sequences and morphological characters. Molecular Phylogenetics and Evolution, v.25, p. 378-392, 2002.
JEEWON, R.; YEUNG, S.Y.Q.; HYDE, K.D. A novel phylogenetic group within Thozetella (Chaetosphaeriaceae): a new taxon based on morphology and DNA sequence analyses – Canadian Journal of Microbiology, v. 55: 680-687, 2009.
KIRK, P. M. New or interesting Microfungi X. Hyphomycetes on Laurus nobilis leaf litter. Mycotaxon, v. 18: 259-298, 1983.
KIRK, P. M. et al. Dictionary of the Fungi. 9 ed. CAB International, Wallingford, 2001.
KIRK, P. M et al. Dictionary of the Fungi. 10th ed. Wallingford: CAB International, 2008.
64
KIRK, P.M.; SUTTON, B.C. A reassessment of the anamorph genus Chaetopsina
(Hyphomycetes). Transactions of the British Mycological Society, v 85: 709-717,
1985.
KOBAYASHI, T. Index of fungi inhabiting woody plants in Japan. Host, Distribution and Literature. Zenkoku-Noson-Kyoiku Kyokai Publishing Co, 2007.
KOORDERS, S. H. Botanische Untersuchungen. Verhandelingen der Koninklijke Nederlandse Akademie van Wetenschappen Afdeling Natuurkunde,v. 13: 1-264,1907 .
LORENZI, H. Árvores brasileiras: manual de identificação e cultivo de plantas arbóreas nativas do Brasil. 4. ed. Nova Odessa: Instituto Plantarum, v. 1, 368 p, 2002.
LU, B et al.. Checklist of Hong Kong Fungi. Fungal Diversity Press, Hong Kong, 207,
2000.
MAHARACHCHIKUMBURA, S. S. N. et al. Pestalotiopsis revisted. Studies in Mycology. v. 79: 121-186, 2014.
MAIA, L.C. Sucessão de fungos em folhedo de floresta tropical úmida. Editora
Universitária, Universidade Federal de Pernambuco, Recife. 196p, 1983.
MAGALHÃES, D.M.A.; LUZ, E.D.M.N.; MAGALHÃES, A.F.; SANTOS, M.V.O.;
BEZERRA, J.L. Fungos conidiais em plantas endêmicas da Mata Atlântica: novos
registros para a Bahia. Agrotrópica, v 25: 109-116, 2013.
MARQUES, M. F. O. et al. Conidial fungi from the semi-arid Caatinga biome of Brazil. Cubasina microspora sp. nov., a note on C. albo-fusca, and some new records for South America. Mycotaxon, v. 102: 17-23, 2007.
MARQUES, M. F. O.; GUSMÃO, L. F. P.; MAIA, L. C. Riqueza de espécies de fungos conidiais em duas áreas de Mata Atlântica no Morro da Pioneira, Serra da Jibóia, BA, Brasil. Acta bot. Bras, v. 22: 954-961, v. 4, 2008.
MATHUR, R. S. The Coelomycetes of India. Bishen Singh Mahendra Pal Singh, Delhi, India, 460 p, 1979.
MATSUSHIMA, T. Saprophytic Microfungi from Taiwan. Part 1. Hyphomycetes. Matsushima Mycological Memoirs, Matsushima Fungus Collection, Kobe, v. 1, 1980.
MATSUSHIMA, T. Matsushima Mycological Memoirs No. 6. Matsushima Fungus Collect., Kobe, Japan, 100 p., 1989.
MATSUSHIMA, T. Matsushima Mycological Memoirs, Matsushima Fungus Collection, Kobe, n.7, 1993.
MCKENZIE, E. H. C.; HYDE, K. D. Index of fungi described from the Pandanaceae. Mycotaxon, v. 57: 125-143, 1996.
65
MENDES, M.A.S.; DA SILVA, V.L.; DIANESE, J.C. Fungos em Plants no Brasil.
Embrapa-SPI/Embrapa-Cenargen, Brasilia, 555 pages, 1998.
MERCADO-SIERRA, A.; HEREDIA, G. Hyphomycetes associated with plant litter from the State of Veracruz, Mexico. Revista Mex. Micol, v.10: 33-48, 1994.
MERCADO-SIERRA, A.; GENÉ, J.; GUARRO, J. Some Costa Rican hyphomycetes. Nova Hedwigia, v. 64: 455-465, 1997.
MERCADO-SIERRA, A.; HOLUBOVÁ-JECHOVÁ, V.; MENA-PORTALES, J. Hifomicetes demaciáceos de Cuba Enteroblásticos. Museo Regionale di Scienze Naturali, Torino, 1997.
MOUCHACCA, J. Champignons de Nouvelle-Caledonie II. Quelques dematiees interessantes de litiere forestiere. Nova Hedwigia, v. 51: 459-468, 1990.
MUNJAL, R. L.; GILL, H. S. Some dematiaceous hyphomycetes from India. India Phytopath. 15 (3-4): 269, 1962.
MYERS, N. et al. Biodiversity hotspots for conservation priorities. Nature, v. 403, 2000.
NAG RAJ, T. R. Coelomycetous anamorphs with appendage-bearing conidia. Mycologue Publications, Waterloo, Ontario, v. 1, 1101 p, 1993.
OKADA, G., TAKEMATSU, A.; TAKAMURA, Y. Phylogenetic relationships of the
hyphomycete genera Chaetopsina and Kionochaeta based on 18S rDNA sequences.
Mycoscience 38: 409-420, 1997.
ONOFRI, S.; ZUCCONI, L. Scanning electron microscopy of conidiophore development
and conidiogenesis in Chaetopsina fulva. Mycotaxon,v 41: 451-457, 1991.
PARTRIDGE, E.C.; BAKER, W.A.; MORGAN-JONES, G. Notes on Hyphomycetes.
LXXV. New species of Brachysporiella and of the previously monotypic genus
Ityorhoptrum on decorticated wood in southern Africa. Mycotaxon 73: 303-311,
1999.
PAULUS, B., GADEK, P.; HYDE, K. Phylogenetic and morphological assessment of five new species of Thozetella from an Australian rainforest – Mycologia, v. 96: 1074-1087, 2004.
PAULUS, B.; GADEK, P.; HYDE, K. Successional Patterns of Microfungi in Fallen Leaves of Ficus pleurocarpa (Moraceae) in an Australian Tropical Rain Forest. Biotropica, v. 38: 42-51, 2007.
PEREIRA, M. G.; MENEZES, L. F. T. de.; SCHULTZ, N. Aporte e decomposição da serapilheira na floresta atlântica, ilha da Marambaia, Mangaratiba, RJ. Ciência Florestal, Santa Maria, n. 4, v. 18: 443-454, 2008.
PFENNING, L. Mikroskopische Bodenpilze des ostamazonischen Regenwaldes (Brasilien). Tese de Doutorado, Universität Tübingen, Tübingen, 1993.
PINRUAN, U. et al. Occurrence of fungi on tissues of the peat swamp palm Licuala longicalycata. Fung. Diversity, v. 25: 157-173, 2007.
66
PIROZYNSKI, K.A.; HODGES JUNIOR, C.S. New Hyphomycetes from South Carolina. Canadian Journal of Botany, v. 51: 157-173, 1973.
PIROZYNSKI, K. A.; PATIL, S. D. Some setose Hyphomycetes of leaf litter in South India. Canadian Journal of Botany, v. 48: 567-581, 1970.
RAMBELLI, A. Some dematiaceous hyphomycetes from Mediterranean maquis litters.
Flora Mediterranea, v. 21: 5-204, 2011.
RESTREPO, M. H.; GENE, J.; CASTANEDA-RUIZ, R.F.; J. PORTALES, M.; P.W.
CROUS.; GUARRO, J. Phylogeny of saprobic microfungi from Southern Europe.
Studies in Mycology 86: 53-97, 2017.
RÊGO, G. M.; POSSAMAI, E. Recomposição Florestal: Cultivo do jequitibá-rosa (Cariniana legalis). Aracaju: Embrapa Tabuleiros Costeiros, (Embrapa Tabuleiros Costeiros. Circular Técnica, n. 25, 24 p., 2001.
SAMEVA, E. F. New records of anamorphic fungi from Bulgaria. Mycol. Balcan, v. 1: 55-57, 2004.
SAMUELS, G.J. Four new species of Nectria and their Chaetopsina anamorphs.
Mycotaxon, v 12: 13-32, 1985.
SAMUELS, G. J. Nectria consors and its Volutella conidial state. Mycologia, v. 69: 255-262, 1977.
SAMUELS, G. J.; DUMONT, K. P. The genus Nectria (Hypocreaceae) in Panama. Caldasia, v. 13:379-423, 1982.
SANTOS, G. A.; GAMARGO, F. A. O. Fundamentos da matéria orgânica do solo: ecossistemas tropicais e subtropicais. Porto Alegre: Genesis, 491 p, 1999.
SEIFERT, K. A.; SAMUELS, G. J. How should we look at anamorphs? Studies in Mycology, v. 45: 5-18, 2000.
SEIFERT, K. et al. The genera of hyphomycetes. CBS Biodiversity Series, v. 9:1-997, 2011.
SHANTHI, S.; VITTAL, B.P.R. Fungal diversity and the pattern of fungal colonization of
Anacardium occidentale leaf litter. Mycology, v 3: 132-146, 2012.
SILVA, M.; MINTER, D.W. Fungi from Brazil. CAB International, Wallingford, 1995.
SILVA, H. F. et al. Decomposição de serapilheira foliar em três sistemas florestais no Sudoeste da Bahia. Revista Brasileira de Biociências, Porto Alegre, v. 12: 164-172, 2014.
SUETRONG et al. Wiesneriomyces a new lineage of Dothideomycetes (Ascomycota) basal to Tubeufiales. Phytotaxa, v. 176 (1): 283-297, 2014.
SUTTON, B. C.; HODGES JUNIOR, C. S. Eucalyptus microfungi: Codinaea and Zanclospora species from Brazil. Nova Hedwigia, v. 26: 517-525, 1975.
67
SUTTON, B. C. Eucalyptus Microfungi. Satchmopsis gen. nov., and new species of Coniella, Coniothyrium and Harknessia. Nova Hedwigia, v. 26: 1-15, 1975.
SUTTON, B.C. Mitosporic fungi from Malawi. Mycology. Pap. 167: 1-93, 1993.
SUTTON, B. C.; HODGES JUNIOR, C. S. Eucalyptus microfungi: Microdochium and Phaeoisaria species from Brazil. Nova Hedwigia, v. 27: 215-222, 1976.
SUTTON, B. C. Microfungi from Australian leaf litter. Proceedings of the Royal Society of Queensland, v. 91: 11-19, 1980.
SOARES, D. J.; NECHET, K. L.; BARRETO, R. W. Cordana versicolor sp. nov. (dematiaceous hyphomycete) causing leaf-spot on Canna denudata (Cannaceae) in Brazil, with observations on Cordana musae. Fungal Diversity v. 18: 147-155,
2005.
SOUZA, J. A.; DAVIDE, A. C. Deposição de serrapilheira e nutrientes em uma mata não minerada e em plantações de bracatinga (Mimosa scabrella) e de eucalipto (Eucalyptus saligna) em áreas de mineração de bauxita. Rev. Cerne, Lavras, n. 1, v. 7: 101-113, 2001.
TANGTHIRASUNUN, N et al. Morphology and phylogeny of Chaetospermum (asexual coelomycetous Basidiomycota), Phytotaxa, v. 175, n. 2, 2014.
Taylor, J.E.; Hyde, K.D. Microfungi of Tropical and Temperate Palms. Fungal Diversity
Press, Hong Kong, 459 pags, 2003.
URTIAGA, R. Indice de enfermedades en plantas de Venezuela y Cuba. Impresos Nuevo Siglo. S. R. L., Barquisimeto, Venezuela, 202 p, 1986.
VITTAL, B. P. R.; Dorai, M. Studies on litter fungi VIII. Quantitative studies of the mycoflora colonizing Eucalyptus tereticornis Sm. Litter. Kavaka, v. 22/23: 35-41, 1995.
WATANABE, K.; MOTOHASHI, K.; ONO, Y. Description of Pestalotiopsis pallidotheae: a new species from Japan. Mycoscience, v. 51: 182-188, 2010.
WHITTON, S. R.; McKENZIE, E. H. C.; HYDE, K, D. Fungi Associated with
Pandanaceae. Springer, 2012.
WEI, J. G.; XU, T.; GUO, L. D.; PAN, X. H. Endophytic Pestalotiopsis species from southern China. Mycosystema, v. 24: 481-493, 2005.
YUAN, Z, Q. Fungi and associated tree diseases in Melville Island, Northern Territory, Australia. Austral. Syst. Bot, v. 9: 337-360, 1996.
ZHUANG, W. Y. Higher Fungi of Tropical China. Mycotaxon, Ithaca, NY, 485 p, 2001.
68
4 CAPÍTULO 2
FUNGOS PATOGÊNICOS E ENDOFÍTICOS ASSOCIADOS A Cariniana legalis NO SUL DA BAHIA
RESUMO
Os fungos constituem um grupo numeroso de organismos, bastante diversificado filogeneticamente e de grande importância ecológica e econômica. Existem fungos que parasitam o tecido hospedeiro sem causar sintomas aparentes, sendo estes chamados de fungos endofíticos. Porém, também há àqueles que apresentam metabolismo prejudicial aos vegetais, ocasionando alterações estruturais e fisiológicas. Quando o parasitismo está relacionado à patogenicidade, o fungo é denominado fitopatógeno. No Brasil, estudos taxonômicos sobre fungos endofíticos e patogênicos associados às espécies da flora brasileira ameaçadas de extinção ainda são escassos. Apesar da importância e potencialidades de uso da Cariniana legalis, ainda são poucos os trabalhos de fungos associados à essa espécie, visto que é uma árvore de difícil coleta de material devido ao seu tamanho, que pode chegar a mais de 45 m de altura. Desse modo, o presente trabalho teve por objetivo estudar a diversidade de fungos endofíticos e patogênicos que se desenvolvem em tecido foliar da C. legalis. Foram realizadas seis coletas seguidas de isolamento e identificação dos fungos endofíticos e patogênicos encontrados em material coletado nos municípios de Ilhéus, Jussari e Buerarema, situados na região Sul da Bahia. No total foram identificados dois fungos patogênicos: Glomerella cingulata (anamorfo = Colletotrichum gloesporioides) e Pestalotiopsis neglecta e três fungos endofíticos: Cladosporium dominicanum, Xylaria sp. e Gonatobotryum sp. Ainda não há registro destes fungos associados a C. legalis, sendo, assim, novas ocorrências.
Palavras-chave: Micologia. Diversidade. Jequitibá-Rosa.
69
4.1 INTRODUÇÃO
Os fungos constituem um grupo numeroso de organismos, bastante
diversificado filogeneticamente, apresentando grande variedade de modos de vida.
Podem viver como sapróbios, quando obtêm seus alimentos decompondo
organismos mortos; como parasitas, quando se alimentam de substâncias que
retiram do hospedeiro nos quais se instalam, prejudicando-o ou estabelecendo
associações mutualísticas; e como predadores, capturando pequenos animais para
obter seu alimento (BERGAMIN FILHO et al., 1995; WEBSTER; WEBER, 2007).
Em geral as plantas apresentam fungos parasitando o interior dos seus
tecidos, alguns mais frequentes em determinado tipo vegetal, e outros mais raros. O
parasitismo nem sempre está relacionado à patogenicidade, existem fungos que
parasitam o tecido do hospedeiro sem causar sintomas aparentemente visíveis,
sendo estes chamados de fungos endofíticos. Porém, também há àqueles que
apresentam metabolismo prejudicial aos vegetais, seja pelo consumo de seus
elementos vitais ou pela biossíntese de substâncias tóxicas a planta. Quando o
parasitismo está relacionado à patogenicidade, o fungo pode eventualmente levar a
planta à morte, denominando-o de fitopatógeno (AGRIOS, 1988).
Os fungos patogênicos incluem um grande e heterogêneo grupo de
organismos, ocupando uma posição importante na agricultura e também nas
populações naturais. Demonstram uma enorme diversidade no modo pelo qual
ocorre a interação com seus hospedeiros, sendo que alguns podem viver por longos
períodos em tecidos mortos e, outros, dependem completamente das células vivas
de seu hospedeiro (BURDON; SILK, 1997).
A importância da rápida e correta identificação dos agentes patogênicos
presentes nas plantas apresenta-se como uma ferramenta para o estabelecimento
do tratamento a ser empregado, possibilitando a recuperação da cultura, com
redução dos prejuízos causados por estes fitopatógenos. Este processo de
identificação inicia-se com a observação dos sintomas, passando pela coleta,
isolamento, e, finalmente, a identificação do patógeno (FERNANDES et al., 2007).
As plantas apresentam resistência natural ao ataque de patógenos e a
ocorrência de doenças é mais exceção do que regra. A interação entre patógeno/
70
hospedeiro é uma luta entre dois organismos pela própria sobrevivência, em que as
células vegetais respondem à penetração do fungo através de mecanismos
estruturais e/ou bioquímicos (PASCHOLATTI; LEITE, 1995).
Os fungos fitopatogênicos podem se tornar endofíticos em determinado
período de sua vida. O contrário também pode ocorrer, fungos endofíticos são
capazes de se tornar patogênicos em condições de estresse do hospedeiro
(SCHULZ; BOUYLE, 2005).
Os endófitos exercem variadas relações ecológicas sem demonstrar sintomas
visíveis (CUZZI et al., 2011). Essa característica dificulta a avaliação desses
organismos, havendo necessidade de isolamento e cultivo em laboratório.
Normalmente, centenas de espécies de endofítos podem ser isoladas de uma única
espécie vegetal, sendo que pelo menos um é específico ao hospedeiro (CHAPLA,
2014). Dentre as vantagens da interação endofítico-hospedeiro está o fato do
microorganismo se beneficiar com proteção e alimentação, enquanto esta se
favorece da promoção de crescimento, reprodução e resistência às alterações do
ambiente causado por fatores bióticos ou abióticos (MAUTONE, 2008).
Os fungos endofíticos podem estar presentes em todos os órgãos da planta
hospedeira (PETRINI et al., 1992), tais como raízes, flores, folhas, sementes, frutos,
pecíolos e caule, possuindo as enzimas necessárias para colonizar seus
hospedeiros (SCHULZ et al., 2002), mas usualmente habitam as partes superiores
de plantas (FAETH; FAGAN, 2002). São de grande importância científica, por sua
aplicabilidade em estudos posteriores (BAYMAN et al., 1998), como na promoção de
crescimento de plantas (LUZ et al., 2006); produção de antibióticos (STIERLE et al.,
1993), anticancerígeno (WANG et al ., 2000; STROBEL et al., 1996), agente no
controle biológico de pragas e doenças (HANADA et al., 2010; KUNKEL et al., 2004;
RUBINI et al., 2005); e produção de compostos bioativos com potenciais aplicações
como agentes antimicrobianos (STROBEL et al., 2001).
Apesar de todas as possibilidades de aplicações, os endófitos das partes
aéreas vegetais só recentemente têm despertado o interesse da comunidade
científica, especialmente por seus potenciais na produção de metabólitos de
interesse econômico, incluindo os relacionados às plantas hospedeiras.
Dessa forma o presente trabalho foi desenvolvido com o objetivo de estudar a
diversidade de fungos endofíticos e patogênicos que se desenvolvem no tecido foliar
71
de C. legalis, permitindo conhecer um pouco da comunidade fúngica associada a
esse hospedeiro.
4.2 MATERIAL E MÉTODOS
Durante o período de janeiro a outubro/2017, foram realizadas um total de
seis coletas em três áreas de abrangência da Mata Atlântica situadas nos municípios
de Ilhéus (Área da Uesc: Formação do Horto e recuperação da mata), Jussari
(Reserva Particular do Patrimônio Natural da Serra do Teimoso) e Buerarema
(Fazenda Antares).
Em cada propriedade coletou-se folhas no alto da copa, em três pontos, (duas
coletas nas lateriais e uma no centro da copa), assintomáticas e sintomáticas, nos
períodos chuvoso e seco. O material coletado foi acondicionado em sacos de papel,
devidamente etiquetados e transportado para isolamentos no Laboratório de
Fitopatologia e Nematologia da Uesc.
4.2.1 Isolamento de fungos endofíticos
Folhas assintomáticas sem manchas ou qualquer tipo de lesão causada por
patógenos, insetos ou danos mecânicos vistos a olho nu, foram coletas,
acondicionadas em sacos de papel Kraft e levadas ao Laboratório. Cada folha foi
lavada em água corrente e sabão neutro, sem ferir o tecido vegetal, processo que
tem por objetivo eliminar o excesso de epifíticos, mantendo viável a população
interna do tecido vegetal.
A técnica de isolamento foi por fragmentação do tecido foliar sadio (Figura
1A), sendo feito cortes de aproximadamente 6 mm (Figura 1B). Vinte e quatro discos
foliares foram retirados aleatoriamente, explorando maior área foliar. A
desinfestação superficial deu-se através de lavagens por imersão. Ao abrigo de uma
capela de fluxo laminar, os fragmentos foliares foram imersos em etanol 70% por 1
minuto, em hipoclorito de sódio (2,5 % de cloro ativo) por 4 minutos, em etanol 70%
por 30 segundos e lavados três vezes consecutivas em água esterilizada (ARAÚJO
et al., 2002). Como controle negativo foi coletada a última água utilizada na assepsia
das amostras, sendo essa plaqueada com pipeta, conferindo que as mesmas não
72
apresentaram crescimento de colônias para validação do processo de assepsia dos
fragmentos foliares.
Após o processo de desinfestação, com o auxílio de uma pinça flambada, três
fragmentos foliares foram transferidos para cada placa de Petri (total de oito placas)
(Figura 1C), contendo meio Batata Dextrose Agar, sendo examinados diariamente.
Na medida em que foi ocorrendo a formação de micélio nos bordos dos fragmentos,
fez-se a repicagem. Depois de purificadas (Figura 1D), as colônias foram
transferidas para tubos de ensaio contendo meio BDA e frascos com água destilada
estéril hermeticamente fechados (Figura 1E).
73
Figura 1. Metodologia utilizada para isolamento dos fungos endofíticos de folhas de Cariniana legalis. A – Folhas sadias; B – Fragmentos retirados de folhas sadias; C– Distribuição dos fragmentos em BDA; D – Fungo endofítico purificado; E – Método de preservação dos fungos.
4.2.2 Isolamentos de fungos patogênicos
As folhas que apresentaram sinais e/ou sintomas foram analisadas em lupa
com o objetivo de observar as colônias de fungos desenvolvidas sobre as mesmas.
Posteriormente, foram preparadas lâminas semipermanentes para exame ao
microscópio ótico e visualização de estruturas fúngicas. Quando não se observou
sinais do patógeno sobre o tecido do hospedeiro (identificação por análise direta),
74
foram adotados dois procedimentos: a) câmara úmida e; b) isolamento em meio de
cultura. Para o preparo da câmara úmida, folhas com sintomas foram colocadas em
bandejas de plástico cobertas com papel filme contendo papel de filtro umedecido
com água destilada. O material foi analisado até que as lesões pudessem ser
observadas sob microscópio estereoscópico para detecção da presença/ausência de
esporulação fúngica.
Para o isolamento em meio de cultura, conduzido em câmara de fluxo
laminar, foram realizadas secções em fragmentos foliares da região limítrofe entre o
tecido sadio e infectado (Figura 1A). Estes fragmentos foram desinfestados por
imersão em álcool 70% por 1 minuto e em hipoclorito de sódio 1% (NaClO) por 1
minuto, seguido de lavagem com água destilada estéril e colocados sobre papel de
filtro estéril para retirar o excesso de água. Sendo semeados três fragmentos de
forma equidistante (Figura 1B) em placas de Petri contendo meio BDA. As placas
foram mantidas em incubadora a 25 ± 1 ºC por 48 a 72 horas, sendo feitas
repicagens após esse período para obtenção de cultura pura (Figura 1C), as quais
foram mantidas em tubos de cultura com BDA e pelo método de Castellani (Figura
1D) (CASTELLANI, 1939).
75
Figura 2. Metodologia utilizada para isolamento de fungos patogênicos. A – Folhas de Cariniana legalis apresentando sintomas e sinais; B – Fragmentos retirados de folhas lesionadas, distribuídos em BDA; C – Cultura pura; D – Métodos de preservação dos fungos.
4.2.3 Herborização do material coletado
As folhas sintomáticas foram selecionadas, prensadas e colocadas em estufa,
submetidas a uma temperatura aproximada de 50 ºC. As exsicatas foram
preparadas para depósito no Tropical Fungarium (TFB), UESC.
4.2.4 Identificação
Para observação de estruturas de valor taxonômico (ascos, ascósporos,
setas, conidióforos etc.) ao microscópio ótico, foram confeccionadas lâminas
contendo lactofenol com ou sem azul de algodão. As características morfológicas
76
foram descritas, ilustradas e fotografadas. A identificação foi realizada através da
literatura adequada a cada grupo estudado (ARX; MULLER, 1954; GUBA, 1961;
MULLER; ARX, 1962; NAG RAJ, 1993).
4.2.5 Conservação
As culturas purificadas foram conservadas em tubos de cultura contendo BDA
e pelo método de Castellani (CASTELLANI, 1939).
4.2.6 Teste de patogenicidade
Foram feitos testes de inoculação em folhas destacadas, visando comprovar a
patogenicidade e estudar os processos envolvidos na infecção do tecido hospedeiro.
O isolado foi cultivado em meio de cultura (BDA) contido em placa de Petri a
25° C por 10 dias no escuro, após esse período foram adicionados 5 mL de água
destilada estéril às placas, fazendo-se uma raspagem da superfície micelial com
alça de Drigalski e filtração em gaze, para obtenção da suspensão do inóculo na
concentração de 106 esporos/mL. Foram feitos ferimentos superficiais nas folhas
com o auxílio de um estilete, inoculando-se a suspensão, em dois pontos de
inoculação por folha.
Foram utilizadas doze folhas, sendo seis testemunhas positivas (suspensão
de inóculo) e seis testemunhas negativas (água estéril). Na parte adaxial de cada
folha, com auxílio de pipeta, foi depositada uma gota da suspensão de esporos,
colocado posteriormente um chumaço de algodão em cima do ponto de inoculação,
evitando que a gota de suspensão escorresse. Nas testemunhas foi colocada água
estéril.
As avaliações da presença de sintomas e, ou sinais foram realizadas
diariamente, durante 10 dias após a inoculação.
4.3 RESULTADOS E DISCUSSÃO
Foram identificadas cinco espécies de fungos associados às folhas da copa
de C. legalis. Em todas as áreas visitadas, observou-se a ocorrência do fungo
Pestalotiopsis neglecta nas plantas inspecionadas, apresentando lesões necróticas
77
de coloração marrom e formato irregular. Realizado o teste de patogenicidade, pôde-
se observar a presença de sinais, após seis dias de inoculação (Figura 3 G).
Foi constatada a ocorrência de Glomerella cingulata, causando sintomas nas
folhas da copa de C. legalis. A fase anamórfica de um fungo do complexo
Colletotrichum gloesporioides também foi encontrada. Os isolados foram inoculados
em folhas sadias e reisolados, confirmando sua patogenicidade.
Como endofíticos, foram isolados de folhas sadias: Cladosporium
dominicanum, Gonatobotryum sp e Xylaria sp.
Os táxons encontrados neste trabalho ainda não foram associados a C.
legalis, representando novas ocorrências para a espécie. Na literatura apenas
Ganoderma sp. foi reportada para esta planta (FARR; ROSSMAN, 2018). Há o
registro de Pseudocercospora couratari e Phyllosticta capitalensis associada a
Cariniana estrellensis (SPAULDING, 1961; LISBOA et al. 2016), e
Pseudocercospora careyae para o gênero Cariniana sp (MENDES, 1998).
Pestalotiopsis neglecta (Thüm.) Steyaert, Trans. Br. mycol. Soc. 36(2): 83 (1953).
Figura 3
Lesões foliares de coloração castanha e formato irregular. Conidioma
acervular, globoso, solitário ou agregado, marrom escuro a preto, 150–350 μm.
Células conidiogênicas discretas, cilíndricas a subcilindircas, hialinas, 6–18 x 2–5
μm. Conídios de 5 células, fusiformes, estreitos, retos ou algumas vezes curvados,
afunilando-se na base, geralmente 17–26 μm de comprimento; células
intermediárias pálidas a olivácea,11–16 x 5–7 μm; células hialinas apicais longas,
cônicas, com 3 apêndices apicais de 13–25 μm de comprimento e 1 apêndice basal
ereto de 3–7 μm de comprimento. Colônias em BDA, aos 10 dias de idade,
esbranquiçadas, formando massas escuras contendo estruturas reprodutivas do
patógeno.
Comentários: O gênero Pestalotiopsis é amplamente distribuído, ocorrendo
em solos, ramos, sementes, frutos e folhas, podendo atuar como parasitas,
endofíticos ou sapróbios (JEEWON et al., 2004), existindo atualmente cerca de 300
78
espécies descritas (INDEX FUNGORUM, 2018). Seus conidióforos são produzidos
dentro de um corpo de frutificação, denominado acérvulo
(MAHARACHCHIKUMBURA et al., 2014).
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Ilhéus, Área da Uesc
Formação do Horto e Recuperação da Mata, 28/01/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB0134); 21/07/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0139); no Município de Buerarema,
Fazenda Antares, 19/05/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0141); 23/10/2017, T.M. Souza
s.n. (TFB0142); no Município de Jussari, Reserva Particular do Patrimônio Natural
Serra do Teimoso, 26/03/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0147); 16/08/2017, T.M. Souza
s.n. (TFB0148).
Distribuição geográfica: Australia (YUAN, 1996); Brasil (BARGUIL et al.,
2008; CERQUEIRA et al., 2013); Bulgaria (SAMEVA, 2004); China (HU et al., 2007;
WEI et al., 2005); Cuba (URTIAGA, 1986) India (MATHUR, 1979); Japão
(WATANABE et al., 2010); Portugal (ESPINOZA et al., 2008).
79
Figura 3. Pestalotiopsis neglecta. A – Lesões em folhas de
C. legalis; B – Conídios; C - Detalhes dos conídios
(apêndices apicais e basais); D – Colônia em meio BDA; E
e F – Teste de patogenicidade (E – testemunha; F – folhas
inoculadas); G e H – Lesões nas folhas e presença de
sinais, após oito dias de inoculação. Barras: B = 2,5 μm; C
= 5 μm.
80
Glomerella cingulata (Stoneman) Spauld. & H. Schrenk, in Schrenk & Spaulding,
Science, N.Y. 17: 751 (1903).
Figura 4
Anamorfo: Colletotrichum gloeosporioides (Penz.) Penz. & Sacc. 1884. Figura 5
Teleomorfo: Lesões foliares elípticas, de centro castanho-escuro e bordos
cloróticos. Peritécio globoso, marrom escuro, deiscência ostiolar, 120–160 x 82–125
μm. Ascos unitunicados, cilindro-clavados, oito esporos, 40–58 x 11–13 μm.
Ascósporos amerosseptados, hialinos, unicelulares, levemente encurvados, 13–19
x 3–4 μm. Colônias em BDA de coloração cinza.
Anamorfo: Lesões necróticas de cor castanha nos bordos das folhas.
Colônias em BDA, aos 10 dias de idade, com massa mucilaginosa laranja. Cinco
dias após o desenvolvimento de lesões nas folhas inoculadas, observou-se a
presença de conidiomas acervulares marrons, irregulares, subepidermais, rompendo
a epiderme do hospedeiro; setas marrons, com parede lisa, septadas, 62,5–117,5 x
2,5–5 µm; conidióforos hialinos, 25–60 × 5–7,5 μm; células conidiógenas discretas,
enteroblásticas, hialinas, lisas; conídios asseptados, cilíndricos, retos, hialinos,
parede lisa, arredondados nas extremidades, 11–15 × 3–4 µm.
Comentários: Após sete dias de incubação os sintomas e sinais de G.
cingulata foram vistos nas partes em que o inóculo havia sido depositado. Sintomas
e sinais do seu anamorfo (C. gloeosporioides) surgiram a partir do sexto dia. O fungo
foi reisolada dos tecidos doentes, confirmando a patogenicidade. Não foram
observados sintomas nas folhas controle. Nenhum relato deste patógeno foi
anteriormente encontrado em C. legalis, portanto, este é o primeiro registro.
Distribuição geográfica: Glomerella cingulata (anamorfo= C.
gloeosporioides) é conhecida como uma espécie cosmopolita (HOLLIDAY, 1980),
apresentando uma ampla distribuição geográfica tropical e subtropical, embora
também possam afetar algumas culturas de regiões temperadas (WEIR et al., 2012).
81
Material examinado: Colletotrichum gloeosporioides causando lesões nas
folhas do alto da copa de C. legalis. BRASIL. BAHIA: Município de Buerarema,
Fazenda Antares, 18/10/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0158).
Glomerella cingulata causando lesões nas folhas do alto da copa de C.
legalis. BAHIA: Município de Ilhéus, Área da Uesc: Formação do Horto e
Recuperação da Mata, 30/01/2017, T.M. Souza s.n. (TFB0159); 29/07/2017, T.M.
Souza s.n. (TFB01673).
Figura 4. Glomerella cingulata. A – Lesões em folhas de C. legalis; B – Peritécio e ascósporos (seta); C – Ascos com ascósporos; D – Colônia em meio BDA; E – Sintomas e sinais de G. cingulata em folhas de C. legalis após 7 dias da inoculação. Barras: B e C = 20 μm.
82
Figura 5. Colletotrichum gloeosporioides. A – Lesões em folhas de C. legalis; B – Aspecto geral; C – Setas; D– Conídios; E – Colônia em meio BDA; F – Sintomas e sinais de C. gloeosporioides em folhas de C. legalis, após cinco dias da inoculação. Barras = B e C = 30 μm; D = 5 μm.
83
Cladosporium dominicanum
Cladosporium dominicanum Zalar, de Hoog & Gunde-Cim., Stud. Mycol. 58: 169 (2007). Figura 6
Conidióforos eretos, lateral ou terminal, de oliva a marrom, ligeiramente
verrucoso, septado, ramificado ou não ramificado, 125–255 × 2–3 μm. Células
conidiogênicas integradas, terminais, cilíndricas-oblongas. Ramoconídio raramente
se formou; ramoconídios cilíndricos secundários, asseptado 7–14 × 2–3 μm.
Conidios em conjunto, ligeiramente verrucosos, castanho claro, não septado,
ovóide, 3–5 × 2–3 μm. Colônia em BDA com superfície plana, aveludada, circular e
enrugada, que vão do verde oliva ao cinza escuro; crescimento lento, atingindo a
maturidade dentro de 14 a 21 dias.
Comentários: O gênero Cladosporium spp, criado por Link em 1816,
compreende grande número de fungos dematiáceos com distribuição mundial e que
estão entre os fungos de ambiente mais comuns (MENEZES et al., 2017).
Compreende mais de 189 espécies, muitas dessas conhecidas por serem patógenos
de plantas, causando manchas foliares e outras lesões (REVANKAR; SUTTON,
2010). São fungos de crescimento lento, atingindo a maturidade dentro de 14 a 21
dias. Caracterizam-se pela produção de colônias efusas ou ocasionalmente
puntiformes, com superfícies planas, aveludadas, circulares, de crescimento lento e
enrugado, que vão do verde oliva ao marrom escuro e reverso preto (TAMSIKAR et
al., 2006).
Cladosporium dominicanum foi isolado pela primeira vez a partir de água
hipersalina, na República Dominicana e também foi encontrado como sapróbio na
superfície de frutas na Ásia (Irã) (Bensch et al. 2012). No Brasil, a primeira
ocorrência de C. dominicanum foi registrado como um endófito em folhas de Cocos
nucifera. Aqui relatamos o primeiro registro de C. dominicanum como um endófito
em folhas de Cariniana legalis (e sua primeira ocorrência na Bahia).
84
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Jussari, Reserva
Particular do Patrimônio Natural Serra do Teimoso, 26/03/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB01588).
Distribuição geográfica: cosmopolita.
Figura 6. Cladosporium dominicanum. A – Conidióforo; B – Ramoconído (setas); C – Conídios; D – Colônia em meio BDA. Barras: A = 20 μm; B = 5 μm; C = 2,5 μm.
85
Gonatobotryum apiculatum (Peck) S. Hughes, Can. J. Bot. 31: 594 (1953) Figura 7
Conidióforos macronematosos e micronematosos, solitários, que se originam
terminalmente e lateralmente de hifas, eretos, retos a ligeiramente flexuosos, longos,
125–750 x 3–7 μm, septados, castanho médio, lisos, paredes um tanto espessadas.
Células conidiogênicas terminais e intercalares, com um inchaço, 7,5–25 x 7,5–
17,5 μm, conidiogênese sicrônica. Células de separação presentes, deixando
dentículos evidentes em células conidiogênicas. Conídios formados em cadeias,
elipsoide-ovóide, 3–9 × 2–4 μm, asseptado, apresentando cicatriz aparente.
Colônias em BDA castanho-escuro.
Comentários: As espécies de Gonatobotryum são comumente encontradas
em madeiras, solo e como parasitas de plantas. Produzem conidióforos
morfologicamnete distinto das hifas vegetativas, que são em sua maioria eretos,
podendo ser terminal ou lateral. Segundo Kendrick et al. (1968) fotografias com
lapso de tempo mostraram que em G. apicuculatum os conídios proximais às células
conidiogênicas desenvolvem simultaneamente.
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Jussari, Reserva
Particular do Patrimônio Natural Serra do Teimoso, 28/08/2017, T.M. Souza s.n.
(TFB01599).
Distribuição geográfica: Brasil (CAVALCANTI, et al. 1972) Japão
(KOBAYASHI, 2007), Canadá (GINNS, 1986), América do Norte (JACOB; BHAT,
2000).
86
Figura 7. Gonatobotryum apiculatum. A – Conidióforo;
B – Células conidiogênicas intercaladas; C e D –
Conídios; E – Colônia em meio BDA. Barras: A = 30 μm;
B = 10 μm; C e D = 5 μm.
87
Xylaria sp. Hill ex Schrank, Baier. Fl. 1:200. 1789.
Figura 8
Colônias em BDA de coloração esbranquiçada a negra, com estromas eretos,
sem esporulação.
Comentários: Xylaria é um gênero de ascomicetos que compreende
centenas de espécies (INDEXFUGORUM, 2018), apresentando grande variação
quanto à forma, tamanho e cor do estroma, bem como variação no substrato,
podendo atuar como sapróbio (ROGERS et al., 2005); outras espécies são
causadoras de doenças em essências florestais e plantas frutíferas (BEZERRA,
1980; JURC e OGRIS, 2006; SCHUMACHER et al., 2006; SVIHRA, 2006) e muitas
têm sido registradas como endofíticas (BAYMAN et al., 1998; CHAPELA et al., 1993;
CHAREPRASERT et al., 2005; DAVIS et al., 2004; FELIZARDO et al., 2005;
PETRINI e PETRINI, 1985; PETRINI et al., 1995).
Infelizmente o espécime isolado não produziu estromas férteis in vitro, não
sendo possível a identificação em nível específico. Também não foi possível a
realização de análises moleculares para comparação com sequências depositadas
em banco de dados mundiais.
Material examinado: BRASIL. BAHIA: Município de Buerarema, Fazenda
Antares, 08/05/2017, T.M. Souza s.n. (TFB2323).
Distribuição geográfica: Xylaria sp. é encontrada em todos os continentes,
com exceção nos polos, sendo mais abundante nos trópicos (FARR; ROSSMAN,
2018).
88
Figura 8. Xylaria sp. A – Colônia em BDA.
89
4.4 REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS
AGRIOS, G. N. Plant Patology. 3 ed. New York: Academic Press, p.40, 1988.
ARAÚJO, W. L. et al. Manual: isolamento de microrganismos endofíticos. Piracicaba, 86 p, 2002.
ARX, J. V.; MÜLLER, E. Die Gattungen der amerosporen Pyrenomyceten. Beiträge zur Kryptogamenflora der Schweiz XI, v. 1: 1–434, 1954.
BARGUIL et al. Ocorrência de Pestalotiopsis neglecta em Ananas lucidus. Summa
Phytopathol, Botucatu, v. 34, p. 96, 2008. BAYMAN, P. et al. Distibution and dispersal of Xylaria endophytes in two tree
species in Puerto Rico. Mycology Research, v. 102: 944-948, 1998. BAYMAN, P.; ANGULO-SANDOVAL, P.; BÁEZ-ORTIZ, Z.; LODGE, D.J. Distribution
and dispersal of Xylaria endophytes in two tree species in Puerto Rico. Mycol. Res. v. 102, p. 944–948, 1998.
BENSCH et al. Species and ecologival diversity within the Cladosporium
cladosporioides complex (Davidiellaceae, Capnodiales). Studies in Mycology, 2010.
BENSCH et al. The genus Cladosporium. Studies in Mycology, v. 72: 1–401, 2012. BENSCH et al. Common but different: The expanding realm of Cladosporium.
Studies in Mycology, 82: 23–74, 2015. BERGAMIN FILHO, A.; KIMATI, M.; AMORIN, L. Manual de Fitopatologia. São
Paulo: Agronômica Ceres, Cap. 22, 17-453, 1995. BEZERRA, J.L. Ocorrência de cancro-de-Nummularia em tocos enxertados de
seringueira no município de Una-BA. Ceplac, Ilhéus, Informe Técnico do CEPEC, 1980.
BURDON, J. J.; SILK, J. Sources and patterns of diversity in plant-pathogenic fungi.
Phytopathology, St. Paul, v. 87: 664-669, 1997.
CASTELLANI, A. The viability of sme athogenc fung in terile distlled water. Journal of Tropical Medicine Hygiene, v. 42: 225–226, 1939.
CAVALCANTI, M.A.; SANTOS, M.J. DOS; MARQUES, S. Novos fungos da micoteca do IMUFPe I. Publicações. Instituto de Micologia da Universidade Federal de Pernambuco 692: 1-13, 1972.
90
CERQUEIRA, K. S. et al. Fungos endófitos em plantas ornamentais tropicais na Bahia. Revista Agrotrópica, v. 25: 223 – 232, n.3, 2013.
CHAPELA, I.H., PETRINI, O., BIELSER, G. The physiology of ascospore eclosion in Hypoxylon fragiforme. Mechanisms in the early recognition and establishment of an endophytic symbiosis. Mycol. Res. v. 97, p. 157-162, 1993.
CHAREPRASERT, S., PIAPUKIEW, J., THIENHIRUN, S., WHALLEY, A.J.S., SIHANONTH, P. Endophytic fungi of teak leaves Tectona grandis L. and rain tree leaves Samanea saman Merr. World Journal of Microbiology & Biotechnology v. 22, p. 481–486, 2005.
CUZZI, C.; LINK, S., et al. Enzimas extracelulares produzidas por fungos endofíticos isolados de baccharis dracunculifolia d.c. (asteraeceae). Gl. Sci. Technol.;. v. 04, 47 – 57, 2011.
DAVIS, E.C.; FRANKLIN, J.B.; SHAW, A.J.; VILGALYS, R. Endophytic Xylaria (Xylariaceae) among liverworts and angiosperms: phylogenetics, distribution, and symbiosis. Am. J. Bot. v. 90, 1661–1667, 2003.
DUGAN, F.M.; SCHUBERT, K.; BRAUN, U. Check-list of Cladosporium names. Schlechtendalia, v, 11: 1-103, 2004.
ESPINOZA, J. G. et al. Canker and Twig Dieback of Bluberry Caused by Pestalotiopsis spp. and a Truncatella sp. in Chile. v. 92: 1407-1414, 2008.
FARR, D.F.; ROSSMAN, A.Y. Fungal Databases, U.S. National Fungus Collections,
ARS, USDA, 2018. Disponível em>https://nt.ars-grin.gov/fungaldatabases/>
Acesso em 05 de fevereiro 2018.
FAETH, S.; FAGAN, W. F. Fungal endophytes: common host plant symbionts but uncommon mutualists. Integrative and Comparative Biology, v. 42: 360- 368, 2002.
FELIZARDO, V.O.; MENDES-COSTA, M.C.; PFENNING, L.H.; ALMEIDA, A.R.; SALGADO, M. Isolamento e identificação de fungos endofíticos presentes em arnica mineira (Lychnophora pinaster Mart). In: VII Seminário de Pesquisa e Extensão da UEMG. Diamantina-MG, 2005.
FERNANDES, C. de F.; VIEIRA JÚNIOR, J. R.; SILVA, D. S. G. da. Fitopatógenos associados a culturas em Porto Velho, Rondônia. Embrapa, 2007.
GINNS, J.H. Compendium of plant disease and decay fungi in Canada 1960-1980.
Res. Br. Can. Agric. Publ. 1813: 416, 1986.
GUBA, E. F. Monograph of Monochaetia na Pestalotia. Havard University Press. Cambridge, Massachusetts, 342 p, 1961.
HANADA, R. E. et al. Endophytic fungal diversity in Theobroma cacao (cacao) and T. grandiflorum (cupuac¸u) trees and their potential for growth promotion and
91
biocontrol of black-pod disease. The British Mycological Society. Published by Elsevier. 2010.
HU, H. et al. Phylogenetic diversity of endophytic Pestalotiopsis species in Pinus armandii and Ribes spp.: evidence from rDNA and beta-tubulin gene phylogenies. Fung. Diversity, v. 24: 1-22, 2007.
HOLLIDAY, P. Fungus disease of tropical crops. Cambridge: Cambridge University Press, 1980. 624 p.
INDEX FUNGORUM. Disponível em: <http://www.indexfungorum.org/ Names/Names.asp> Acesso em: 10 Dez 2018.
JACOB, M.; BHAT, D.J. Two new endophytic conidial fungi from India. Cryptogamie
Mycologie, v. 21: 81-88, 2000.
JURC, D., OGRIS, N. First reported outbreak of charcoal disease caused by
Biscogniauxia mediterranea on Turkey oak in Slovenia. Plant Pathology v. 55,
p. 299, 2006.
JEEWON, R.; LIEW, E.C.Y.; HYDE K.D. Phylogenetic evaluation of species nomenclature of Pestalotiopsis In relation to host association. Fungal Diversity v. 17: 39-55, 2004.
KENDRICK, W. B.; COLE, G. T.; BHATT, G. C. Conidium ontogeny in hyphomycetes. Gonatobotryum apiculatum and its botryose blastospores. Canadian Journal of Botany, v. 46, 591-596, 1968.
KOBAYASHI, T. Index of fungi inhabiting woody plants in Japan. Host, Distribution and Literature. Zenkoku-Noson-Kyoiku Kyokai Publishing Co., Ltd., 1227 p, 2007.
KUNKEL, B. A.; GREWAL, P. S.; QUIGLEY, M. F. A mechanism of acquired resistance against na entomopathogenic nematode by Agrotis ipsilon feeding on perennial ryegrass harboring a fungal endophyte, Biological Control, San Diego, v. 29: 100-108, 2004.
LUZ, J. S. et al. Atividade enzimática de fungos endofíticos e efeito na promoção do crescimento de mudas de maracujazeiro-amarelo. Revista Caatinga, Mossoró, n. 2, v. 19: 128-134, 2006.
MAHARACHCHIKUMBURA, S. S. N. et al. Pestalotiopsis revisted. Studies in Mycology. v. 79: 121-186, 2014.
MATHUR, R. S. The Coelomycetes of India. Bishen Singh Mahendra Pal Singh, Delhi, India, 460 p, 1979.
MAUTONE, J. N. Diversidade e potencial biotecnológico de levedura e fungos semelhantes a leveduras isolados de folhas de figueira do parque de Itapuã, RS, Brasil. Universidade Federal do Rio Grande do Sul; Instituto de Ciências Básica de Saúde; Março/2008. Disponível em:
92
<https://www.lume.ufrgs.br/bitstream/handle/10183/14247/000660005.pdf?sequence=>. Acessado em: 27/11/2017.
MENDES et al. Fungos em Plantas no Brasil. Embrapa-SPI/Embrapa-Cenargen, Brasilia, 1998.
MENEZES, C. P.; PÉREZ, A. L. A. de L.; LIMA, E, de O. Cladosporium spp: Morfologia, infecções e espécies patogênicas. Acta Brasiliensis, v 1(1):23-27, 2017.
MULLER, E.; ARX, J. V. Die Gattungen der didymosporen Pyrenomiceten. Beitr. Kryptogammenfl. Schweiz, n. 2, v. 11: 1-922. 1962.
NAG RAJ, T. R. Coelomycetous anamorphs with appendage-bearing conidia. Mycologue Publications, Waterloo, Ontario, v. 1: 1101 p, 1993.
PASCHOLATTI, S. F.; LEITE, B. Hospedeiro: mecanismos de resistência. In: BERGAMIN FILHO, A.; KIMATI, H.; AMORIN, L. Manual de Fitopatologia. São Paulo: Agronômica Ceres, Cap. 22: 417-453, 1995.
PETRINI, L.E., PETRINI, O. Xylariaceous fungi as endophytes. Sydowia v. 38, p. 216-234, 1985.
PETRINI, O.; PETRINI, L.E.; RODRIGUES, K.F. Xylariaceous endophytes: an
exercise in biodiversity. Fitop. Bras. v. 20, p.531-539, 1995.
PETRINI, O. et al. Ecology, metabolite production, and substrate utilization in endophytic fungi. Natural Toxins, v. 1:185-196, 1992.
REVANKAR, S.G.; SUTTON, D.A. Melanized fungi in human disease. Clinical Microbiology Reviews, 23(4): 884–928, 2010.
ROGERS, J.D., JU, Y-M, LEHMANN, J. Some Xylaria species on termite nests. Mycologia. 97: 914–923, 2005.
RUBINI, M. R. et al. Diversity of endophytic fungal community of cacao (Theobroma cacao L.) and biological control of Crinipellis perniciosa, causal agent of Witches' Broom Disease. International Journal Biological Science, v.1: 24–33, 2005.
SAMEVA, E. F. New records of anamorphic fungi from Bulgaria. Mycologia Balcânica, v. 1: 55-57, 2004.
SCHULZ, B. et al. Endophytic fungi: a source of novel biologically active secondary metabolites. Mycological Research, v. 106: 996-1004, 2002.
SCHULZ, B.; BOYLE, C. The endophytic continuum. Mycological Research, v. 109: 661-686, 2005.
SCHUMACHER, J. et al. Noteworthy decline and wood decay on beech by the largely unknown ascomycete Hypoxylon cohaerens | [Bemerkenswerte Vitalitatsschwachung und Holzzersetzung an Rot-Buchen (Fagus sylvatica) durch
93
den weitgehend unbekannten Schlauchpilz Hypoxylon cohaerens]. Ges. Pfl. V. 58, p. 225-230, 2006.
SPAULDING, P. Foreign Diseases of Forest Trees of the World. U.S.D.A. Agric.
Handb. 197: 1-361, 1961.
STIERLE, A.; STROBEL, G.; STIERLE, D. Taxol and taxane production by Taxomyces andreanae, an endophytic fungus of Pacific yew. Science, v. 260: 214-216. 1993.
STROBEL G, et al. Taxol from Pestalotiopsis microspora, an endophytic fungus of Taxus wallachiana. Microbiology, v. 142: 435-440, 1996.
STROBEL, G. A. et al. Volatile antimicrobials from Muscodor albus, a novel endophytic fungus. Microbiology, Great Britain, v. 147: 2943–2950, 2001.
SVIHRA, P. On oaks felled by sudden oak death: How this disease impacted urban forest management . Phytopathology v. 96 (Suppl.): 157, 2006.
TAMSIKAR, J.; NAIDU, J.; SINGH, S.M. Phaeohyphomycotic sebaceous cyst due to
Cladosporium cladosporidioides: case report and review of literature. Journal of
Medical Mycology, v. 16(1): 55-57, 2006.
URTIAGA, R. Indice de enfermedades en plantas de Venezuela y Cuba. Impresos Nuevo Siglo. S. R. L., Barquisimeto, Venezuela, 202 p, 1986.
WANG, J. et al. Taxol from Tubercularia sp. strain TF5, an endophytic fungus of Taxus mairei. FEMS Microbiology Letters. Elsevier Science, v. 193: 249-253, 2000.
WATANABE, K.; MOTOHASHI, K.; ONO, Y. Description of Pestalotiopsis pallidotheae: a new species from Japan. Mycoscience, v. 51: 182-188, 2010.
WEBSTER, J.; WEBER, R.W.S. Introduction to Fungi. 3rd edition. Cambridge University Press, Cambridge. 2007.
WEI, J. G.; XU, T.; GUO, L. D.; PAN, X. H. Endophytic Pestalotiopsis species from southern China. Mycosystema, v. 24: 481-493, 2005.
WEIR, B.S.; JOHNSTON, P.R.; DAMM, U. The Colletotrichum gloeosporioides species complex. Studies in Mycology, 73: 115–180, 2012.
YUAN, Z, Q. Fungi and associated tree diseases in Melville Island, Northern Territory, Australia. Austral. Syst. Bot, v. 9: 337-360, 1996.
94
5 CONCLUSÕES GERAIS
1 . A identificação dos espécimes coletados permitiu relacionar os seguintes táxons:
Beltrania querna, Beltraniella portoricensis, Brachysporiella sp, Cladosporium
dominicanum, Chaetopsina fulva, Chaetospermum artocarpi, Colletotrichum
gloeosporioides/Glomerella cingulata, Gonatobotryum apiculatum, Kionochaeta
ramifera, Menisporopsis pirozynskii, Pestalotiopsis neglecta, Thozetella sp.,
Thozetella havanensis, Trichothecium roseum, Volutella mínima, Xylaria sp., e
Wiesneriomyces aff. laurinus.
2. Este estudo traz o primeiro relato de C. gloeosporioides,/G. cingulata e P. neglecta
causando manchas foliares em C. legalis.
3. Em todas as áreas visitadas, observou-se a ocorrência de P. neglecta nas plantas
estudadas, nas quais foram observadas manchas em folhas da copa de C. legalis
bem como de estruturas reprodutivas do fungo em folhas em decomposição.
4. Neste estudo faz-se o primeiro relato de C. legalis como hospedeiro de
Cladosporium dominicanum, Xylaria sp. e Gonatobotryum apiculato.
5. A diversidade de fungos encontrada em folhedo e folhas vivas de Cariniana
legalis não foi estudada completamente, em virtude do curto período de
realização do trabalho.
6. Novas pesquisas são recomendadas.
top related