documentos_manual para coleta de materiais biológicos nos hospitais privados v9
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Manual para Coleta de Materiais Biológicos nos
Hospitais Privados
Versão IX, 2010
Autor: Enfª Priscila Rosseto de Toledo. Data: 15/02/2010
Aprovado por: Drª Elisa Junko Ura. Data: 22/03/2010. CONTROLADA
OBJETIVO
Garantir a execução de procedimentos de coleta de acordo com a
padronização existente no SIG, assim como a qualidade da amostra e
principalmente a segurança do paciente.
CAPÍTULO I: PROCESSO LABORATORIAL
CAPÍTULO II: A FASE PRÉ-ANALÍTICA
CAPÍTULO III: COLETA DE SANGUE
CAPÍTULO IV: MICROBIOLOGIA
CAPÍTULO V: COLETAS DIVERSAS
REFERENCIAL TEÓRICO
ANEXOS
PROCESSO LABORATORIAL ÍNDICE
O processo de realização de exames laboratoriais tem início com o médico solicitante,
quando preenche um pedido médico para realização de exames laboratoriais e
termina quando este profissional recebe e interpreta os resultados obtidos. Entre estes
dois pontos, o laboratório deve realizar o cadastro do paciente e dos exames
solicitados, a coleta de amostras, o transporte até o laboratório, o preparo das
amostras, a realização dos testes, a análise dos resultados obtidos, a liberação dos
resultados, a entrega dos laudos e o auxílio na interpretação dos resultados. Este
processo pode ser dividido em 3 principais fases:
FASE PRÉ - ANALÍTICA
• Solicitação Médica
• Cadastro dos dados do paciente e dos exames no sistema informatizado
• Identificação dos pré-requisitos necessários para realização dos testes
• Identificação das medicações em uso
• Coleta dos materiais necessários
• Identificação das amostras
• Armazenamento das amostras para transporte
• Encaminhamento das amostras ao laboratório
• Preparo das amostras para análise
FASE ANALÍTICA
• Calibração dos equipamentos
• Manutenção preventiva dos equipamentos
• Preparo dos reagentes necessários
• Realização dos exames
FASE PÓS - ANALÍTICA
• Análise dos resultados obtidos (incluindo a análise da evolução dos resultados do
paciente)
• Liberação dos resultados
• Entrega dos laudos
• Auxílio na interpretação dos resultados
PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO I: PROCESSO LABORATORIAL
Os programas de Controle de Qualidade utilizados no laboratório têm um foco
importante no controle da precisão e acurácia dos testes.
Definição
É a fase que compõe o atendimento do cliente quanto as:
Requisições médicas;
Informações prestadas para coletas domiciliares;
Informações sobre preparo de exames;
Cadastramento no sistema informatizado;
Identificação dos pré-requisitos e medicações em uso;
Coleta do material biológico;
Armazenamento da amostra;
Transporte para o laboratório de apoio;
Preparo e/ou triagem da amostra para análise.
Erros Pré-analíticos
Erros pré-analíticos são os erros cometidos no período anterior a análise da amostra, os
quais podem influenciar a qualidade dos resultados finais medidos e comprometer o
diagnóstico e tratamento do paciente.
Procedimentos Básicos para Minimizar Ocorrências de Erro
Segundo SBPC 2010) o coletador deve se assegurar de que a amostra será colhida do
paciente especificado na requisição de exames.
Para pacientes adultos e conscientes
• Pedir que forneça nome completo, número da identidade, ou data de nascimento.
• Comparar estas informações com as constantes na requisição de exames.
Para pacientes internados
• Em geral, os hospitais disponibilizam etiquetas pré-impressas com os dados de
identificação necessários. Mesmo assim, o coltador deve verificar a identificação no
bracelete ou a identificação postada na entrada do quarto, quando disponível. O
número do leito nunca deve ser utilizado como critério de identificação. Em unidades
fechadas, como Centro de Terapia Intensiva ou Unidades Intermediárias, o coletador
PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO II: A FASE PRÉ-ANALÍTICA
deve, em caso de dúvidas na identificação, buscar ajuda dos profissionais daquele
setor com o propósito de assegurar a adequada identificação do paciente.
• Relatar ao supervisor do laboratório qualquer discrepância de informação.
Para pacientes muito jovens ou com algum tipo de dificuldade de comunicação
• O coletador deve valer-se de informações de algum acompanhante ou da
enfermagem.
• Pacientes atendidos no pronto-socorro ou em salas de emergência podem ser
identificados pelo seu nome e número de entrada no cadastro da unidade de
emergência.
É indispensável que a identificação possa ser rastreada a qualquer instante do
processo.
O material colhido deve ser identificado na presença do paciente. Nos sistemas
manuais, isto pode ser feito pela colocação, nos tubos de coleta, de etiquetas com o
nome do paciente, a data da coleta e o número sequencial de atendimento. Este
número deve constar em todos os documentos, amostras, mapas de trabalho, relatórios
e laudo final.
Variáveis Pré-analíticas
São variáveis que podem alterar os valores basais/normais dos indivíduos, são elas:
Cronobiológica;
Gênero;
Idade;
Posição do cliente no momento da coleta;
Atividade física;
Altitude (local geográfica);
Trauma ou dor;
Hipertermia;
Estado emocional;
Jejum prolongado;
Garroteamento prolongado.
Em ambientes hospitalares temos:
Procedimentos terapêuticos ou diagnósticos (Hemotransfusão; Infusão de
soluções entre outros).
Abordagem do cliente para o procedimento de coleta.
O procedimento de coleta de material biológico causa sempre insegurança ao cliente,
pois a espera deste resultado pode trazer consigo a idéia de alívio, medo, novos
procedimentos diagnósticos e etc, por este motivo é importante que neste momento o
coletador esteja seguro e confiante para que possa tranqüilizar o cliente.
Se paciente não apresenta alteração do nível de consciência, é importante que o
procedimento de coleta seja explicado em linguagem clara, mesmo em caso de
crianças. Isto facilita a colaboração do paciente no procedimento. Quando o mesmo
não está apto a compreender as informações, estas são passadas ao acompanhante
caso este esteja presente.
Nunca diga “não vai doer nada”, pois o paciente perderá a confiança caso você venha
a realizar outro procedimento.
Caso o paciente pergunte “para que serve determinado exame” diga o nome do
exame, e que somente o médico (a) ou enfermeiro (a) poderão explicar a finalidade do
teste.
Eficiência e descrição são extremamente importantes
É de vital importância que o profissional esteja adequadamente vestido, para isto é
necessário:
Avental ou uniforme limpo e bem passado;
Sapatos fechados e limpos, e que o material de fabricação do mesmo seja resistente,
não é permitido o uso de tênis de tecido ou sapatilhas de pano.
Cabelos devem estar limpos, e quando forem compridos devem estar presos com
fivelas e redinhas, conforme padronização.
Unhas devem estar sempre curtas e limpas, dê preferência com esmaltes claros,
para que a sujidade subungueal seja percebida e eliminada.
Os adornos devem ser usados com moderação, já que a NR32/2008 prevê que os
mesmos não devam ser utilizados no dia-a-dia durante a manipulação de material
biológico, assim como no contato direto com pacientes. Os brincos devem ser curtos e o
uso de alianças é permitido.
Interferentes na obtenção da amostra - atuação direta da coleta
Evaporação do álcool → Hemólise
Seqüência de tubos → Contaminação de anticoagulante / Alteração de resultado
Homogeneização → Coágulo
Acondicionamento inadequado → Alteração de resultado / Estabilidade das
amostras.
Tipos de amostras sanguíneas
Soro
É a parte líquida do sangue obtido quando coletado em TUBO SEM ADITIVO +
CENTRIFUGAÇÃO.
Plasma
É a parte líquida do sangue obtido quando coletado em TUBO COM
ANTICOAGULANTE + CENTRIFUGAÇÃO.
Sangue Total
Neste estado o sangue permanece nas suas características próximas a normalidade,
obtido quando coletado em TUBO COM ANTICOAGULANTE, não sofre o processo de
centrifugação.
PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO III: COLETA DE SANGUE
Materiais utilizados para coleta de sangue
Tipos de Tubos
Os tubos para coleta variam em tamanho e podem ou não conter aditivos. Os aditivos
atuam na coagulação ou preservam algum componente sanguíneo a ser analisado,
quando mantida a proporção sangue/aditivo correta. É por este motivo que é vital que
se obedeça ao volume nominal indicado em cada tubo de coleta, assim como a ordem
para coleta dos mesmos.
Gel separador
Permite a separação completa entre o soro e o coágulo,
permitindo que a estabilidade da amostra seja prolongada;
Diminuição de interferentes no armazenamento e transporte;
Rendimento maior do soro.
Tubo plástico sem gel separador
Possui em sua composição sílica, um ativador natural de coágulo;
Utilizado para obtenção de soro.
Citrato de Sódio tamponado 3,2%
Utilizado para obtenção de plasma;
È utilizado para inibir a formação da cascata de coagulação.
EDTA K3
Utilizado para obtenção de sangue total e plasma (se centrifugado);
Inibe a coagulação quelando o cálcio.
Fluoreto de Sódio + EDTAK2
Utilizado para obtenção plasma (se centrifugado);
Inibe glicólise.
Heparina Sódica ou Lítica
Usado para obtenção de plasma;
Inibe o processo de coagulação;
Plasma límpido e livre de células;
EDTAK2 + Gel Separador
Diminuição alterações durante armazenamento e transporte;
Usado para obtenção de plasma;
Alta performance para obtenção de plasma.
EDTAK2 com ou sem aditivo Livre de Metais
Livre de metais e aditivos;
Usado para obtenção de soro.
ACD (Ácido cítrico, citrato de sódio e dextrose)
Preserva células sanguíneas por até 21 dias (1° à 6° C).
Citrato de Sódio tamponado 3,8%
Utilizado para VHS (Velocidade de hemossedimentação).
Seringa preparada com Heparina Lítica com cálcio balanceado
Utilizado para dosagem de gases sanguíneos e outras provas de terapia intensiva.
Portifólio de produtos – Volume nominal (Adultos)
Portifólio de produtos – Volume nominal (Pediátricos e Neonatais)
LEGENDA SARSTEDT ®
1. Tubo EDTA K- Volume 500 µl. TAMPA ROXA
2. Tubo Soro Gel - Volume 500 µl TAMPA AMARELA
3. Tubo de Heparina Lítica- Volume 500 µl TAMPA VERDE
LEGENDA GBO ®
1. Tubos Fluoreto de Sódio – Volume 250 500 µl. TAMPA CINZA
2. Tubo Soro Gel - Volume 500 µl TAMPA AMARELA
3. Tubo EDTA K- Volume 500 µl. TAMPA ROXA
4. Tubo de Citrato de Sódio- Volume 500 µl ou 1000 µl TAMPA AZUL
Volume mínimo necessário para coleta de sangue
Lembramos que o volume mínimo a ser coletado depende da quantidade de testes
solicitados naquela amostra
TUBOS BD ®:
Tubo Soro Gel Separador 3,5 ml (Rolha Amarela) : 1,5 ml Tubo Soro Gel Separador 5,0 ml (Rolha Amarela) : 2,5 ml, Tubo EDTA 4,0 ml (Rolha Roxa): 2,0 ml Tubo EDTA 2,0 ml (Rolha Roxa): 1,0 ml Tubo PPT 5,0 ml (Rolha Branca): 3,0 ml Tubo Heparina 5,0 ml (Rolha Verde): 3,0 ml Tubo Metais com Ativador de Coágulo sem Gel 6,0 ml (Rolha Azul Marinho): 4,0 ml Tubo Metais com EDTA 6,0 ml (Rolha Azul Marinho): 4,0 ml Tubo Citrato 2,7 ml (Rolha Azul): 2,7 ml (volume total do tubo) Tubo Citrato 1,8 ml (Rolha Azul): 1,8 ml (volume total do tubo) Tubo Fluoreto 2,0 (Rolha Cinza): 2,0 ml (volume total do tubo) Tubo ACD 8,5 ml (Rolha Amarela Clara) : 6,0 ml
TUBOS GBO ®:
Tubo Soro Gel Separador 5,0 ml (Rolha Vermelha com Aro Amarelo): 2,5 ml Tubo Soro Gel Separador 4,0 ml (Rolha Vermelha com Aro Amarelo): 2,0 ml Tubo Citrato 3,5 ml (Rolha Azul) com aro branco) : 3,5 ml (volume total do tubo) Tubo Citrato 2,0 ml (Rolha Azul) com aro branco): 2,0 ml (volume total do tubo) Tubo EDTA 4,0 ml (Rolha Roxa):: 2,0 ml Tubo EDTA 2,0 ml (Rolha Roxa com aro branco): 1,0 ml Tubo Heparina 4,0 ml (Rolha Verde): 2,0 ml Tubo Fluoreto 4,0 (Rolha Cinza): 4,0 ml (volume total do tubo) Tubo Fluoreto 2,0 (Rolha Cinza com aro branco): 2,0 ml (volume total do tubo) Tubo com Ativador de Coágulo sem Gel 4,0 ml (Rolha Vermelha): 2,0 ml Tubo Metais com Heparina 6,0 ml (Rolha Azul Marinho): 3,0 ml Tubo Citrato de Sódio para VHS 1,6 ml (Rolha Preta): 1 ,6 ml (volume total do tubo)
Seqüência para Coleta dos Tubos
Segundo CLSI Clinical and Laboratory Standards Institute (2009):
Sistemas para Coleta
Sistema Fechado
Conhecido como sistema à vácuo, utiliza um adaptador para agulha e
agulha a vácuo.
Esse sistema deve ser priorizado por:
Facilidade de manuseio.
Coleta exata do volume de sangue devido existência de vácuo
calibrado.
Conforto do paciente devido à possibilidade de se coletar vários tubos
com uma única punção.
Segurança do profissional, uma vez que a coleta a vácuo é um sistema fechado.
Sistema Aberto
Pode ser realizado através do uso de seringas em conjunto com:
agulha, scalp ou diretamente de cateter.
Este tipo de coleta deve ser realizada apenas em situações
excepcionais como:
Clientes com acesso venoso muito difícil.
Cliente com fragilidade capilar.
Crianças muito pequenas.
Sistema Aberto através de Cateteres
O laboratório não aconselha a punção através de jelco, angiocath ou
insyte devido ao risco de hemólise, caso o mesmo seja indispensável deve-
se utilizar um adaptador específico para este fim.
Fontes para obtenção da amostra
As amostras sanguíneas podem ser obtidas de diversos locais em nosso corpo, dentre
estes locais vale ressaltar:
Venosa;
Arterial;
Capilar;
Cateter;
Punção Venosa
Definição
É um método invasivo, onde a rede venosa é acessada para infusão de fármacos e/ou
soluções, assim como a coleta de sangue para exames laboratoriais.
Técnicas para visualização da veia
Pedir para o cliente abaixar o braço e fazer movimentos de abrir e fechar a mão.
Massagear delicadamente o braço do paciente (do punho para o cotovelo).
Fixação da veia com os dedos nos casos de flacidez.
Aplicação de calor local com o auxílio de uma bolsa de água quente.
• Observação de veias calibrosas.
Palpação: realizada com o dedo indicador do coletador. Não utilizar o dedo polegar
devido à baixa sensibilidade da percepção da pulsação. Esse procedimento auxilia na
distinção entre veias e artérias pela presença de pulsação, devido à maior elasticidade
e à maior espessura das paredes dos vasos arteriais.
Transiluminação: procedimento pelo qual o coletador utiliza uma ou duas fontes
primárias de luz: a primeira, de alta intensidade; a segunda usa LED. O
equipamento transiluminador cutâneo é de grande auxílio à localização de veias,
por meio de feixes de luz emitidos no interior do tecido subcutâneo do paciente. O
usuário deve fixar o garrote da maneira usual, deslizando o transiluminador pela
pele, sempre aderindo a superfície para não haver dispersão de luz. As veias serão
vistas como linhas escuras. Uma vez definido qual o melhor local para punção, o
transiluminador é fixado na região escolhida, cuidando-se para que não atrapalhe o
fluxo sanguíneo. Há introdução da agulha, completando o procedimento como de
costume. O transiluminador é particularmente útil em: neonatos, pacientes
pediátricos, pacientes idosos, pacientes obesos, pacientes com hipotensão, cuja
localização das veias é difícil.
Aplicação do garrote/torniquete
Posicioná-lo a cerca de 8 cm ou 4 dedos acima do local da punção;
Não deve ser utilizado por mais de 1 minuto;
Não apertar intensamente, o pulso deve permanecer palpável;
Caso o cliente seja alérgico ao látex, não utilizar este material para
garroteamento.
Palpação; Ordenha; Aplicação de calor. OBS: Não dar tapinhas no local a ser puncionado, principalmente em idosos, pois
caso possuam ateromas, estes poderão se deslocar trazendo graves consequências.
Locais de escolha para a punção venosa
Diversos locais podem ser escolhidos para realizar a punção venosa.
Dar preferência para realizar a punção na veia mediana do braço, devido ser uma
veia de boa visualização e bom fluxo venoso.
As demais veias do braço (Basílica e Cefálica) bem como as das regiões das mãos ou
dos pés, podem ser puncionadas, mais deve ser tomado um cuidado especial durante a
coleta pois as mesmas são mais susceptíveis a formação de hematoma (principalmente
a Basílica - Veia lateral interna do braço).
Sistema Venoso
Locais para punção venosa
Locais que devem ser evitados para a punção venosa
Locais com cicatrizes ou queimaduras;
Áreas com terapia de hidratação intravenosa; Nos casos em que isto não for
possível, coletar SEMPRE ABAIXO da infusão, o mais longe possível, e avisar ao
laboratório das condições de coleta.
Membro próximo a mastectomia, cateterismo ou qualquer procedimento cirúrgico;
Veias previamente trombosadas (entumecidas).
Procedimento de coleta de sangue venoso em sistema fechado
Informar ao cliente sobre o procedimento a ser realizado
Posicionar o braço do cliente no suporte (inclinado para baixo a partir da altura do
ombro)
Higienizar as mãos.
Calçar as luvas de procedimento.
Garrotear o braço/antebraço do cliente
Selecionar a veia a ser puncionada, soltar o garrote.
Dar preferência para realizar a punção na veia Mediana do braço. As demais veias
do braço (Basílica e Cefálica) bem como as das regiões das mãos ou dos pés, podem ser
puncionadas, mais deve ser tomado um cuidado especial durante a coleta pois as
mesmas são mais susceptíveis a formação de hematoma (principalmente a Basílica -
Veia lateral interna do braço).
Preparar o material adequado para a punção: agulha múltipla 21 ou 22G
dependendo do calibre da veia, holder e tubos para coleta.
Abrir a agulha na frente do cliente informando que a mesma é descartável.
Conectar a mesma no holder.
Garrotear novamente o membro escolhido.
Fazer antissepsia do local da punção com álcool 70%.
Deixar secar a umidade do álcool.
Retirar a proteção da agulha múltipla
Puncionar a veia.
Penetrar a agulha na pele com bisel voltado para cima, num ângulo de 30º. Com
o auxílio da outra mão, esticar a pele abaixo do local da punção
Firmar com uma das mãos o holder, impedindo que a agulha se movimente.
Inserir o primeiro tubo para coleta a vácuo e soltar, se possível, o garrote no
momento em que o sangue entrar no tubo (seguir a ordem padronizada no item
Sequência para coleta dos tubos a vácuo).
Homogeneizar os tubos cerca de 5 a 8 vezes, observando que é necessário coletar o
volume de sangue especificado em cada tudo, devido a proporção
anticoagulante/sangue.
Retirar a agulha da veia
Comprimir com algodão o local da punção por no mínimo 1 a 2 minutos.
Solicitar o auxílio do cliente, quando possível, nos primeiros segundos da
compressão, para realizar o descarte da agulha no coletor de material pérfuro
cortante.
Colocar o curativo adesivo.
Quando possível, pedir que o cliente mantenha a compressão por 3 à 5 minutos
evitando dobrar o antebraço neste período (caso a coleta tenha sido realizada neste
local). Caso a punção seja na mão, pedir para o cliente ficar com a mão erguida
discretamente para cima por 5 minutos.
Recomendar ao cliente para não carregar peso ou bolsa com o membro cuja veia
foi puncionada por no mínimo 1 hora.
Encaminhar o material para a confirmação de coleta.
Procedimento de coleta de sangue em sistema aberto
Informar ao cliente sobre o procedimento a ser realizado
Posicionar o braço do cliente no suporte (inclinado para baixo a partir da altura do
ombro).
Higienizar as mãos.
Calçar as luvas de procedimento.
Garrotear o braço/antebraço do cliente.
Selecionar a veia a ser puncionada, soltar o garrote.
Dar preferência para realizar a punção na veia Mediana do braço. As demais veias
do braço (Basílica e Cefálica) bem como as das regiões das mãos ou dos pés, podem ser
puncionadas, mais deve ser tomado um cuidado especial durante a coleta pois as
mesmas são mais susceptíveis a formação de hematoma (principalmente a Basílica -
Veia lateral interna do braço).
Preparar o material adequado para a punção de acordo com o calibre do vaso:
agulha hipodérmica, scalp e seringa.
Abrir os materiais na frente do cliente informando que os mesmos são descartáveis.
Garrotear novamente o membro escolhido.
Fazer antissepsia do local da punção com álcool 70%.
Deixar secar a umidade do álcool.
Conectar a agulha ou o scalp na seringa.
Puncionar a veia.
Penetrar a agulha na pele com bisel voltado para cima, num ângulo de 30º. Com o
auxílio da outra mão, esticar a pele abaixo do local da punção
Soltar, se possível, o garrote no momento em que o sangue entrar no tubo
Aspirar devagar o volume de sangue necessário de acordo com a quantidade de
sangue solicitada para cada tubo.
Retirar a agulha
Comprimir com algodão o local da punção por no mínimo 1 a 2 minutos.
Solicitar o auxílio do cliente, quando possível, nos primeiros segundos da
compressão, para realizar o descarte da agulha no coletor de material pérfuro
cortante.
Abrir a tampa do tubo e transferir o sangue lentamente deixando que o mesmo
escorra pela parede do tubo a fim de evitar hemólise.
Realizar o mesmo procedimento até completar a coleta de todos os tubos, (Seguir a
ordem padronizada no item Sequência para coleta dos tubos com seringa).
Homogeneizar os tubos cerca de 5 a 8 vezes, observando que é necessário transferir
o volume de sangue especificado em cada tudo, devido a proporção
anticoagulante/sangue.
Colocar o curativo adesivo.
Quando possível, pedir que o cliente mantenha a compressão por 3 à 5 minutos
evitando dobrar o antebraço neste período (caso a coleta tenha sido realizada neste
local). Caso a punção seja na mão, pedir para o cliente ficar com a mão erguida
discretamente para cima por 5 minutos.
Recomendar ao cliente para não carregar peso ou bolsa com o membro cuja veia foi
puncionada por no mínimo 1 hora.
Importante
Em coletas com sistema aberto, certificar-se que não há formação de bolhas.
Não puxar o êmbolo da seringa com muita força, nem realizar o movimento de
"vai-e-vem", pois a pressão pode causar lise das hemácias.
Se no pedido médico houver também a solicitação de gasometria venosa ou
arterial, acoplar a seringa de gasometria no scalp, fazer a coleta deste exame, trocar
a seringa e coletar os demais exames.
Hipóteses para o insucesso:
Pode ser que o bísel da agulha não tenha penetrado totalmente na veia. A
punção deverá ser continuada até que a agulha penetre adequadamente.
A agulha foi introduzida profundamente e transfixou a veia. Retroceder com a
agulha até que o sangue flua.
A agulha penetrou ao lado da veia. Palpar a veia com a mão esquerda e corrigir
a trajetória da agulha.
Caso haja colabamento pelo sistema a vácuo, retirar o tubo e acoplá-lo
novamente, de modo a restabelecer o fluxo sanguíneo.
Em veias pouco calibrosas, recomenda-se utilizar scalp fino (Ex:25G comum ou a
vácuo).
Punção Arterial
Definição
É um método invasivo que utiliza a rede arterial para onde é realizado uma punção
medir as concentrações de oxigênio, a ventilação e o estado ácido-básico do paciente
crítico, realizar medições gasométricas ou coletar exames específicos.
Escolha do local da punção
Diversas artérias podem ser escolhidos para realizar a punção arterial, porém a artéria
radial é a única artéria que pode ser puncionada pelos coletadores do laboratório.
Exigências para a punção
Os locais de punção arterial devem satisfazer as seguintes exigências:
Fluxo sanguíneo colateral disponível
(teste de Allen);
Localização superficial ou facilmente acessível;
Integridade tecidual;
Teste de Allen Modificado
Aplicar uma pressão no pulso radial e ulnar com os dedos para bloquear o fluxo
arterial;
Pedir que o cliente feche a mão fortemente (ou pedir auxílio de outra pessoa para
o procedimento em caso de paciente inconsciente) para forçar o sangue originado da
mão.
Quando a mão do cliente ficar pálida, a pressão sobre a artéria ulnar deve ser
liberada;
Observa-se a região palmar e os dedos, caso a mão fique avermelhada dentro de
segundos, isto indica que está presente a perfusão total através da artéria ulnar
confirmando que é seguro puncionar a artéria radial.
Teste de Allen modificado negativo (sem perfusão da artéria ulnar) é indicativo
de comprometimento de circulação colateral, neste caso a artéria radial não poderá
ser acessada;
Contra-indicações
• Alteração de hemostasia;
• Punção percutânea de qualquer artéria mais profunda que a artéria radial (que
teoricamente aumente as chances de complicações);
Compressão Local
A compressão local por 5 minutos,é fundamental para que hematomas e/ou
isquemia sejam descartados. Para tanto a fixação com fita microporosa deve seguir
o protocolo institucional.
Potenciais complicações da punção
Trombose da artéria puncionada;
Embolia;
Infecção;
Dor local
Gasometria arterial
A artéria radial é a única artéria que deve ser puncionada pelos coletadores das
unidades, e as artérias braquiais e dorsal do pé devem ser puncionadas pelo
enfermeiro ou médico da unidade e/ou hospital.
Indicações de coleta de gasometria
A análise dos gases no sangue arterial é fundamental no tratamento de pacientes
críticos, pois fornece de maneira rápida e segura o diagnóstico de insuficiência
respiratória, bem como seu acompanhamento em relação a oxigenação, estado
ácido-básico e ventilação alveolar.
Contra-indicações
Alterações de hemostasia.
Artéria Radial
Ausência de pulso central.
Materiais
Seringa heparinizada (preferencialmente heparina lítica balanceada);
Scalp ou Agulha
Swab de álcool
Gaze estéril
Fita microporosa
Procedimento para coleta de gasometria arterial
Orientar o cliente quanto ao procedimento a ser realizado.
Higienizar as mãos.
Abrir o invólucro da seringa de gasometria e remover a tampa alaranjada do
cone luer (bico da seringa). Não desprezar esta tampa.
Encaixar a agulha ou scalp comum no calibre necessário (recomendado em
adultos: agulha 25x8 / scalp 21G e recomendado em crianças: agulha 25x7 / scalp
23G) no cone luer (bico) da seringa.
Higienizar as mãos.
Calçar as luvas de procedimento.
Palpar a pulsação da Artéria com o dedo indicador e médio.
Fazer a antissepsia do local a ser puncionado com álcool a 70%.
Puncionar a artéria.
Coletar 2,0 ml de sangue arterial.
Nos casos de crianças, pode-se coletar no mínimo 0,5 ml.
Retirar as bolhas de ar existentes, empurrando cuidadosamente o êmbolo da
seringa para cima com a proteção de uma gaze ou algodão.
Colocar a tampa alaranjada para vedar o tubo, evitando assim a entrada de ar.
Homogeneizar a seringa de 3 a 4 vezes. Atenção: Não homogeneizar antes da
retirada de bolhas de ar.
Fazer compressão intensa do local puncionada por no mínimo 3 minutos.
Realizar curativo compressivo com o esparadrapo ou de acordo com a padronização
do hospital.
Identificar a seringa com a etiqueta código de barras.
Colocar e transportar o material coletado no gelo.
Encaminhar o material para análise imediatamente após a coleta.
Nas unidades hospitalares com sistema pneumático, não é necessário colocar o
material no gelo, devido o mesmo ser encaminhado rapidamente ao setor técnico.
Erros pré-analíticos mais comuns
• Hemólise;
• Bolhas de ar;
• Mistura de sangue arterial e venoso;
• Armazenamento em temperatura ambiente, por tempo prolongado;
• Mistura inadequada da amostra antes da análise;
• Falha na remoção de coágulos da ponta da seringa.
Estabilização das condições respiratórias
Para se obter um quadro real das condições respiratórias do paciente, ele deve estar
num estado de ventilação estável:
• deve estar em repouso por 5 min;
• parâmetros de ventilação inalterados por 20 min.
A dor e o estado de pânico pela punção arterial podem influenciar a estabilização do
estado respiratório e por isso devem ser minimizados.
Mistura de sangue arterial e venoso
Quando se punciona uma artéria a que se ter cuidado para não se obter,
acidentalmente, o sangue arterial misturado com sangue venoso. Isto pode
acontecer, por exemplo, se uma veia for alcançada antes da artéria.
Mesmo uma pequena quantidade de sangue venoso, pode alterar significativamente
os resultados, isto é especificamente verdadeiro para pO2 e sO2, mas outros
parâmetros também poderão ser afetados.
Nas artérias haverá, normalmente, pressão suficiente para encher uma seringa, caso
isto não ocorra, pode ser porque uma veia foi atingida. Neste caso uma nova
amostra deve ser tomada.
Contaminação por bolha de ar
A bolha de ar deve ser expelida, assim que possível, após a coleta com o auxílio de
algodão, para que se evite acidentes, e não haja contaminação de O2.
Armazenamento
Devido a natureza volátil dos gases e ao metabolismo, o tempo de armazenagem
deve ser mínimo - a temperatura ambiente, menos de 10 minutos.
Caso a amostra seja armazenada por mais de 10 minutos, ela deve ser resfriada (0-4
°C), para diminuir o metabolismo.
Coleta de cateter
Todo procedimento de coleta através de cateter, seja ele de qual tipo, deve ser
realizado pela equipe de enfermagem do hospital, ou pela enfermeira habilitada do
laboratório, seguindo a padronização (protocolo interno) do mesmo
Protocolo para coleta de cateter
Segundo protocolo do CLSI (Clinical and Laboratory Standards Institute) deverá ser
desprezado duas vezes o volume da extensão do cateter, para tanto foi realizado
uma avaliação dos cateteres usualmente utilizados para coleta de sangue e temos. A
Sociedade Brasileira de Patologia Clínica (SBPC) não recomenda que as amostrasara
testes de coagulação sejam coletadas em cateteres previamente heparinizados.
Cateteres Dúplo Lúmen, Hickman, Permcath, Porth a cath e PICC)
Cateteres Pediátricos = serão desprezados 3 ml de sangue/fluídos antes da coleta de
sangue para o laboratório;
Cateteres Adultos = serão desprezados 5 ml de sangue/fluídos antes da coleta de
sangue para o laboratório;
Exceto: Cateter Porth a cath Abdominal
Cateteres Adultos = serão desprezados 6 ml de sangue/fluídos antes da coleta de
sangue para o laboratório;
Cateteres Pediátricos = serão desprezados 4 ml de sangue/fluídos antes da coleta de
sangue para o laboratório;
Procedimentos de Coleta – Cateter Venoso Periférico
Higienizar as mãos;
Colocar máscara;
Calçar as luvas de procedimento;
Fazer assepsia com swab de álcool 70% na extensão e conexão do dispositivo
venoso;
Conectar a seringa na conexão do cateter, aspirar o volume preconizado pelo
Laboratório (baseado no CLSI/2008) e desprezar;
Com outra seringa, conectar no cateter e aspirar a quantidade necessária de
sangue para a realização dos exames;
Desconectar a seringa e transferir o sangue coletado para o tubo;
Desprezar a seringa utilizada;
Preparar uma seringa contendo 20ml de soro fisiológico 0,9%, conectar e injetar
no acesso venoso periférico.
Caso o acesso venoso periférico for mantido, deverá ser realizada a heparinização
deste acesso, conforme protocolo institucional.
Procedimentos de Coleta – Cateter Venoso Central
Higienizar as mãos;
Colocar máscara;
Calçar as luvas de procedimento;
Fazer assepsia com swab de álcool 70% na extensão e conexão do dispositivo
venoso central;
Conectar uma seringa na conexão do cateter e abrir o clamp;
Aspirar o volume preconizado pelo Laboratório (baseado no CLSI/2008) e
desprezar;
Conectar outra seringa, abrir o clamp e aspirar a quantidade necessária de
sangue para a realização dos exames;
Fechar o clamp, desconectar a seringa e transferir o sangue coletado para o tubo;
Desprezar a seringa utilizada;
Conectar uma seringa contendo 20 ml de Soro Fisiológico 0,9%, abrir o clamp e
injetar no cateter venoso central;
Fechar o clamp, retirar a seringa conectada ao cateter.
Procedimentos de Coleta – Cateter Arterial Central
Higienizar as mãos;
Colocar máscara;
Calçar as luvas de procedimento;
Fazer assepsia com swab de álcool 70% na extensão e conexão do dispositivo do
cateter com o equipo de PAM;
Conectar uma seringa na conexão do cateter, aspirar o volume preconizado pelo
Laboratório (baseado no CLSI/2008) e desprezar;
Com outra seringa, aspirar a quantidade necessária de sangue para a realização
dos exames;
Desconectar a seringa e transferir o sangue coletado para os tubos;
Desprezar a seringa descartável utilizada;
Reinstalar o equipo de PAM.
Coleta Capilar
Definição
A coleta capilar é feita quando é preciso colher uma pequena amostra de sangue de
maneira fácil, rápida e segura, utilizado principalmente em neonatos.
Procedimento
Escolher o local adequado conforme figura abaixo para a punção.
Realizar o aquecimento do local a ser puncionado com a bolsa térmica ou luva de
procedimento com água aquecida.
Realizar a antissepsia com álcool e secar com gaze.
Realizar a punção com a lanceta padronizada (automática).
Eliminar a primeira gota de sangue com uma gaze, pois contém excesso de fluído
tissular.
Deixar o local puncionado sempre abaixo do coração e pressionar delicadamente
o tecido adjacente a fim de aumentar o fluxo sanguíneo.
Cada gota de sangue que se forma no local deve ser tocada com o tubo de coleta,
a gota flui para o tubo por capilaridade.
Não "raspar" a gota de sangue com a borda do tubo, isso promove a coagulação.
Não pressionar forte, "ordenhando" o local, isso causa hemólise e aumento da
quantidade de fluído tissular na amostra coletada, produzindo resultados errôneos.
Coletar primeiro o tubo com anticoagulante (tampa roxa), depois o tubo seco ou
com gel separador (tampa amarela).
O tubo com anticoagulante deve ser invertido cerca de 8 vezes realizando o
movimento tipo "abaixando a temperatura do termômetro", para remover o excesso
de sangue das bordas e tampa.
Após a coleta elevar o local puncionado e pressionar com gaze até parar o
sangramento.
Fica a critério do funcionário e do cliente a utilização do curativo no local
puncionado.
Locais de punção
Face lateral da superfície plantar do calcanhar;
Superfície palmar da falange distal do dedos;
Em crianças menores de 1 ano geralmente se utiliza o calcanhar;
Em crianças maiores e adultos, o local mais utilizado é a falange (dedo) da mão;
Não puncionar o dedo mínimo e área central da planta do pé;
Em crianças pequenas não se deve puncionar os dedos das mãos, pois a distância
da pele até a superfície óssea da falange distal é muito pequena.
Exemplos de material mal coletados
Procedimentos em paciente sentado
• Pedir ao paciente que se sente confortavelmente em uma cadeira própria para
coleta de sangue. Recomenda-se que a cadeira tenha apoio para os braços e previna
quedas, caso o paciente venha a perder a consciência. Cadeiras sem braços não
fornecem o apoio adequado para o braço, nem protegem pacientes em casos de
desfalecimento.
• Recomenda-se que, no descanso da cadeira, a posição do braço do paciente seja
inclinada levemente para baixo e estendida, formando uma linha direta do ombro
para o pulso. O braço deve estar apoiado firmemente pelo descanso e o cotovelo não
deve estar dobrado. Uma leve curva pode ser importante para evitar hiperextensão do
braço.
Procedimento em paciente em leito
• Pedir ao paciente que se coloque em uma posição confortável.
• Caso esteja em posição supina e um apoio adicional for necessário, coloque um
travesseiro debaixo do braço em que a amostra será colhida.
• Posicione o braço do paciente inclinado levemente para baixo e estendido, formando
uma linha direta do ombro para o pulso.
• Caso esteja em posição semissentada, o posicionamento do braço para coleta torna-
se relativamente mais fácil.
Avaliação do trabalho realizado
Para que uma amostra de plasma, sangue total ou soro seja de "boa qualidade", ou
seja, produza os melhores resultados, ela não deve conter:
Hemólise
Lise anormal de eritrócitos com liberação de substâncias, principalmente
Hemoglobina. Ela é reconhecida pela aparência avermelhada do soro ou plasma,
após centrifugação ou sedimentação.
A hemólise interfere ativamente em alguns exames, causando aumento na atividade
plasmática de enzimas, como aldolase, aspartato aminotransferase, fosfatase
alcalina, desidrogenase láctica dosagens de K, Mg e P.
Boas práticas para prevenção de hemólise
Pré-coleta
Deixar o álcool secar antes de iniciar a punção.
Evitar usar agulhas de menor calibre. Usar esse tipo de material somente quando
a veia do paciente for fina ou em casos especiais.
Evitar colher o sangue de área com hematoma.
Em coletas a vácuo, puncionar a veia do paciente com o bisel voltado para cima.
Perfure a veia com a agulha a um ângulo oblíquo de inserção de 30 graus ou
menos. Assim, evita-se que o sangue se choque com força na parede do tubo,
hemolisando a amostra, e previne-se também o refluxo do sangue do tubo para a
veia do paciente.
Tubos com volume de sangue insuficiente ou em excesso alteram a proporção
correta de sangue/aditivo, levando à hemólise e a resultados incorretos.
Em coletas com seringa e agulha, verificar se a agulha está bem adaptada à
seringa, para evitar a formação de espuma.
Não puxar o êmbolo da seringa com muita força.
Ainda em coletas com seringa, descartar a agulha e passar o sangue deslizando-
o cuidadosamente pela parede do tubo, cuidando para que não haja contaminação
da extremidade da seringa com o anticoagulante ou com o ativador de coágulo
contido no tubo.
Não executar o procedimento de espetar a agulha na tampa de borracha do
tubo para a transferência do sangue da seringa para o tubo, pois poderá criar uma
pressão positiva, o que provoca, além da hemólise, o deslocamento da rolha do
tubo, levando à quebra da probe de equipamentos.
Pré-coleta
• Homogeneizar a amostra suavemente por inversão de 5 a 10 vezes, de acordo com
as instruções do fabricante; não chacoalhar o tubo.
• Não deixar o sangue em contato direto com gelo, quando o analito a ser dosado
necessitar desta conservação.
• Embalar e transportar o material de acordo com as determinações da Vigilância
Sanitária local, das instruções de uso do fabricante de tubos e do fabricante do
conjunto diagnóstico a ser analisado.
• Usar, de preferência, um tubo primário; evitar a transferência de um tubo para
outro.
• Não deixar o sangue armazenado por muito tempo refrigerado antes de fazer os
exames. Verificar as recomendações do fabricante do kit do teste.
• Não centrifugar a amostra de sangue em tubo para obtenção de soro antes do
término da retração do coágulo, pois a formação do coágulo ainda não está
completa, o que pode levar à ruptura celular.
• Não usar o freio da centrífuga com o intuito de interromper a centrifugação dos
tubos. Essa brusca interrupção pode provocar hemólise.
Coágulo
Ao detectar a presença de coágulos na amostra cujo material seja sangue total ou
plasma devemos:
Segregar a amostra e solicitar que um enfermeiro ou especialista faça a análise da
amostra, e confirmando a presença de cóagulos esta amostra deve ser desprezada e
uma nova coleta solicitada.
Devemos evitar a formação de fibrina, para que a amostra seja fiel a realidade
clínica do cliente.
Coletas especiais
Verificar se a Regional realiza estes testes e seus referenciais.
Tempo de Sangramento (TS)
Procedimento:
Massagear o lóbulo da orelha por 30 segundos.
Realizar a antissepsia do lóbulo da orelha com álcool 70%. Esperar secar bem o
local.
Puncionar com a lanceta o lóbulo da orelha na região mais inferior.
Acionar imediatamente o cronômetro ou utilizar relógio.
Secar o sangue a cada 30 segundos com papel filtro, encostando na gota
delicadamente (não esfregar).
Continuar até o sangramento cessar.
Tempo de Coagulação (TC)
Procedimento:
Deixar o cronômetro “pendurado” no pescoço.
Realizar o procedimento de punção venosa.
O tubo para realizar o TC deve ser o último tubo a ser coletado.
Coletar aproximadamente 2,5 ml de sangue (metade do tubo).
Disparar o cronômetro no momento em que o primeira gota de sangue entrar no
tubo.
Não homogenizar o tubo.
Colocar o tubo no banho maria a 37ºC mais ou menos 0,5º.
Realizar a primeira verificação no 3º minuto ou 4º minuto para regional PR.
Após 3 ou 4 minutos, observar a cada 30 segundos a presença do coágulo,
invertendo o tubo delicadamente.
Coagulograma
Verificar o perfil do teste de acordo com a Regional.
Procedimento:
1° Tempo de Sangramento
2° Realizar a punção venosa, coletando primeiro um tubo seco (gel separador - rolha
amarela ou sem aditivo - rolha vermelha). Soltar o garrote.
3° Coletar o Tubo de Citrato (Rolha Azul).
4° Coletar o Tubo de Citrato de Sódio 3, 8% (Rolha Preta) quando houver solicitação
de VHS.
5° Coletar o Tubo de EDTA (Rolha Roxa).
6° Coletar o Tubo Sem Aditivo (Rolha Vermelha). Realizar o Tempo de Coagulação.
Termobloco e cronometro.
Cuidados
Utilizar os tubos pediátricos de EDTA e Citrato nas coletas com acesso venoso
difícil.
Evitar garroteamento prolongado.
Homogeneizar o tubo (5 a 8 vezes) imediatamente e adequadamente após a
coleta.
Não puxar com força o êmbolo da seringa durante o procedimento de coleta.
Não injetar o sangue no tubo com o auxílio do scalp.
Não coletar no mesmo membro que estiver recebendo infusão venosa
Prova do Laço
Verificar se o cliente apresenta qualquer tipo de lesão no antebraço e dorso da
mão que possa ser confundido com petéquias (ex: sardas).
Verificar a pressão arterial do cliente.
Calcular a pressão média do seguinte modo:
Pressão Média = pressão máxima + pressão mínima
2
Exemplo: 100 + 70 = 85 mmHg
2
Manter o esfigmomanômetro no braço do cliente na pressão média durante 5
minutos, controlando sempre o pulso que deve ser palpável.
Orientar o cliente que pode ocorrer dormência, formigamento e cianose do
membro.
Após os 5 minutos, retirar o aparelho e verificar imediatamente e novamente
após 5 minutos, se houve o aparecimento de petéquias (pontos avermelhados na
pele).
Verificar a presença das petéquias em uma área de aproximadamente 5 cm X 5
cm, logo abaixo da prega do cotovelo.
O resultado deve ser anotado na ordem de execução e depois deverá ser digitado
no Sistema Informatizado.
OBS : Clientes mastectomizadas, com cateterismo, extração de uma veia ou
artéria para ponte de safena e sem a opção no outro braço, a Prova do Laço não
deverá ser realizada; devemos entrar em contato com o médico do cliente.
Quando o cliente possui somente um braço, realizar primeiramente a Prova do
Laço, aguardar 15 minutos e depois realizar a punção.
Clientes hipertensos cuja pressão média for maior que 100 mm Hg, colocar o
aparelho somente em 100 mmhg.
Hemocultura
Material Para coleta de hemocultura são utilizados frascos/meios de cultura com aspiração à vácuo.
Verificar o volume a ser coletado diretamente no frasco, lembrando que este é um requisito primordial para execução dos testes.
1 2 3 4
Hemocultura Bact/Alert®.
1. Bact Alert Aeróbico/ Leveduras 2. Bact Alert Anaeróbico 3. Bact Alert Pediátrico 4. Basct Alert Myco/Fungos
PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO IV: MICROBIOLOGIA
1 2 3 4
Hemocultura BD®.
1. BD Aeróbico/ Leveduras 2. BD Anaeróbico 3. BD Pediátrico 4. BD Myco/Fungos
Procedimento
Higienizar as mãos.
Desinfectar a tampa do meio de cultura com álcool 70%, deixando aí o algodão até
o momento do uso.
Escolher a veia adequada.
Calçar as luvas de procedimento.
Fazer a antissepsia do local da punção com gaze estéril e Clorexidina Alcoólica
0,5%, em movimentos circulares. Essa antissepsia deverá ser realizada através de
movimentos circulares, iniciando no ponto de inserção da agulha e ampliando em
movimentos circulares para as bordas, até atingir aproximadamente 2cm acima e 2cm
abaixo do local da inserção.
Deixar a região secar por aproximadamente 30 segundos.
Garrotear o braço do cliente.
Puncionar a veia com agulha ou escalpe (não esquecer que não podemos mais
encostar no braço).
Aspirar o volume necessário de acordo com cada meio.
Introduzir a agulha (a mesma que foi utilizada para puncionar) no meio, onde o
sangue será aspirado por vácuo.
Homogeneizar o frasco com movimentos circulares (não agitar fortemente).
Procedimento de assepsia para coleta de hemocultura.
Cuidados Gerais
Em todo frasco de Hemocultura é obrigatório anotar o acesso que foi utilizado
para a coleta, PERIFÉRICO - ARTERIAL - CATETER - PORT-A-CATH.
Coletar o volume especificado pelo fabricante.
Anotar no frasco o horário da coleta.
Anotar a temperatura do paciente (se apresentar pico febril).
Quando solicitado mais de uma amostra, anotar o número da amostra e coletar
em sítios com intervalo de no mínimo 15 minutos
Cada coleta deverá ser em veias (locais) diferentes.
A coleta de hemocultura deverá ser realizada, quando possível, antes de iniciar o
tratamento com antibiótico.
Quando o médico não especifica coleta no pico febril, a coleta pode ser realizada
a qualquer hora do dia.
Culturas de secreção
Cultura Aeróbica e de Fungos
Material
Ilustração do Meio de Aymes.
Ilustração do Meio de Aymes haste fina.
Procedimento
Calçar as luvas de procedimento.
Antes de iniciar a coleta da região solicitada, realizar a limpeza do local a ser
coletado com gaze estéril e soro fisiológico para retirar a secreção em excesso.
Abrir o invólucro do meio de cultura retirar o swab.
Coletar a secreção do local solicitado. Realizar a coleta do “leito” da lesão.
Após a coleta da secreção, inserir o swab dentro do tubo de transporte emergindo-
o dentro do gel
Cultura anaeróbica
Material
Ilustração do meio de Tioglicolato.
Procedimento
Calçar as luvas de procedimento.
Antes de iniciar a coleta da região solicitada, realizar a limpeza do local a ser
coletado com gaze estéril e soro fisiológico para retirar a secreção em excesso.
Abrir o invólucro do swab.
Abri a tampa domeio de cultura.
Coletar a secreção do local solicitado. Realizar a coleta do “leito” da lesão.
Após a coleta da secreção, inserir o swab dentro do tubo de transporte imergindo-
o dentro do gel, e quebrando a raste.
Fechar a tampa.
Este material também pode ser utilizado para cultura de tecidos.
OBS: O material adequado para cultura de anaeróbio é o material coletado por
punção aspirativa, através de agulha e seringa, após antissepsia cuidadosa da pele
com álcool e Clorexidina Alcoólica 0,5%.
Cultura Quantitativa
Secreção traqueal ou lavado brônquio-alveolar
Material
Ilustração do frasco coletor de mucosidades.
Procedimento
Procedimento realizado em unidades hospitalares para pacientes internados.
Material coletado através de aspiração (sonda de aspiração),deverá ser realizado
por fisioterapeutas e/ou enfermeiros.
Vestir a máscara facial e se necessário, o protetor ocular;
Higienizar as mãos
Calçar luvas estéreis;
Realizar aspiração traqueal, com técnica asséptica e desprezar este primeiro
aspirado;
Utilizar nova sonda para a aspiração do material a ser coletado;
Transferir o material com técnica asséptica para o frasco estéril, com o auxílio da
aspiração.
Higienizar as mãos
Encaminhar imediatamente ao laboratório
Cultura de ponta de cateter
Material
Ilustração do tubo Falcon ®.
Procedimento
Calçar as luvas de procedimento.
Fazer a antissepsia do local da inserção do cateter com o swab de álcool
isopropílico 70, em movimentos circulares.
Refazer a antissepsia com gaze estéril e Clorexidina Alcoólica 0,5%, em
movimentos circulares.
Realizar a antissepsia realizando movimentos circulares, iniciando no ponto de
inserção co cateter e ampliando em movimentos circulares para as bordas, até
atingir aproximadamente 2cm acima e 2cm abaixo do local da inserção.
Deixar a região secar por aproximadamente 30 segundos.
Retirar o cateter e cortar com tesoura estéril aproximadamente 2cm do cateter,
em seu terço distal, colocar no frasco e fechar a tampa.
Encaminhar o material imediatamente ao laboratório.
Cultura de secreção coletada em seringa
Ilustração do procedimento correto e o errado para coleta de secreção em seringa.
• Materiais orgânicos provenientes de aspiração (líquidos cavitários, urina e etc),
podem ser encaminhados ao laboratório na própria seringa em que foi realizada a
coleta, porém NUNCA enviar em conjunto com a agulha como tampa, para que não
ocorram ACIDENTES COM PÉRFURO-CORTANTE durante o transporte e manuseio
na área técnica.
Cultura de fezes
Material
Ilustração do meio de Cary- Blair
Procedimento
Calçar as luvas de procedimento.
Abrir o invólucro do meio de cultura retirar o swab.
Mergulhar o mesmo nas fezes coletas e deixar por 2 min.
Após a coleta das fezes, inserir o swab dentro do tubo de transporte imergindo-o
dentro do gel.
Bacterioscópico
Material
Lâmica fosca
Swab de algodão estéril
Materiais para coleta de bacterioscópico.
Procedimento para fazer esfregaço.
Procedimento
Identificar o recipiente de transporte de lâminas com a etiqueta código de barras.
Anotar manualmente na etiqueta o local/região a ser coletado quando necessário.
Identificar com lápis a borda fosca da lâmina com o nº da FAP.
Higienizar as mãos.
Calçar as luvas de procedimento.
Coletar com swab haste plástica estéril ou de haste fina estéril a secreção
solicitada e semear de (forma circular) em 1 lâmina (para cada região solicitada).
Colocar no recipiente de transporte de lâminas.
Urocultura
Material
Frascos para coleta de urina 1 e Urocultura
Procedimento em Mulheres
Orientar que será realizado o exame de cultura de urina.
Mostrar o material a ser utilizado (1 kit coletor de urina de tampa vermelha + 1 sachê
de lenços umedecidos).
Orientar a cliente que ela deve ir até o banheiro.
Deve inicialmente lavar bem as mãos com água e sabão e secar com o papel toalha.
Deve sentar-se no vaso sanitário, afastar as pernas o máximo possível e iniciar a
higiene da região genital.
Realizar a higiene da parte externa (grandes lábios) utilizando os lenços
umedecidos, com movimentos únicos sempre de frente para trás.
Desprezar os lenços.
Abrir o kit coletor de urina, segurar o copo coletor somente pela parte externa
(não colocar a mão dentro do copo).
Iniciar a micção desprezando o primeiro jato da urina no vaso.
Aproximar o copo coletor do orifício uretral (não encostar) e coletar o jato médio
no mesmo. Se necessário, desprezar o jato final no vaso.
Transferir a urina coletada para o tubo cônico de tampa vermelha, preenchendo-
o até a marca de 12 ml.
Tampar bem o tubo e entregar o mesmo no local indicado.
OBS: O funcionário que receber o material deve utilizar luva e deve identificar o
tubo com a etiqueta código de barras na frente do cliente.
ATENÇÃO: nos casos de clientes com déficit motor ou qualquer outro tipo de
anormalidade que impeça o cliente de realizar a higiene de maneira eficiente, o
próprio funcionário deve realizar a assepsia. Devemos colocar a cliente na posição
ginecológica, realizar a assepsia da região genital e proceder a coleta no frasco como
indicado acima.
Procedimento em Homens
Encaminhar o cliente ao banheiro.
Orientar para Higienizar as mãos com água e sabão e secar com o papel toalha.
Deve fazer higiene da glande com os lenços umedecidos, retraindo o prepúcio e
desprezar os lenços.
Abrir o kit coletor de urina, segurar o copo coletor somente pela parte externa (não
colocar a mão dentro do copo).
Aproximar o copo coletor do orifício uretral (não encostar) e coletar o jato médio no
mesmo. Se necessário, desprezar o jato final no vaso.
Transferir a urina coletada para o tubo cônico de tampa vermelha, preenchendo-o
até a marca de 12 ml.
Tampar bem o tubo e entregar o mesmo no local indicado.
OBS: O funcionário que receber o material deve utilizar luva e deve identificar o tubo
com a etiqueta código de barras na frente do cliente
Procedimento em crianças – sexo feminino
Orientar os pais ou responsável quanto a coleta do material.
Higienizar as mãos.
Calçar as luvas de procedimento.
Solicitar à mãe ou responsável que ajude na contenção da criança, segurando-
lhe as pernas flexionadas e expondo a região genital. Cobrir com o lençol.
Realizar assepsia da região genital utilizando lenços umedecidos com sabão
neutro (fornecido pelo próprio laboratório) , iniciando pelos grandes lábios,
pequenos lábios, meato uretral, introito vaginal e ânus. Utilizar um lado dos
lenços para cada região.
Sempre proceder a higiene num sentido único, da frente para trás. Realizar
quantas vezes for necessário.
Adaptar o coletor na região genital.
Verificar se não ficou algum pertuito entre o adesivo e a pele, por onde possa
vazar a urina.
Proceder a troca de coletor a cada 1 hora, repetindo sempre a assepsia, até
coletar a urina; não ultrapassando 4 trocas. Observar sempre a existência de
irritação na pele da criança.
Anotar no impresso próprio, a hora que o coletor foi colocado.
Após a coleta, transferir a urina para o tubo cônico de tampa vermelha,
atentando-se para não contaminá-la.
Identificar o tubo com a etiqueta código de barras na frente do clinte.
Orientar a mãe que, como a pele da criança é sensível, o adesivo pode irritar a
pele e até causar assaduras (dependendo do número de trocas do coletor).
Orientar a mãe o modo correto de segurar a criança no colo, para não descolar
o coletor e não perder a urina.
OBS: Podemos considerar criança para uso de coletor, indivíduos com idade de 0 a 3
anos ou crianças acima desta idade que não tenham micção espontânea.
Todas as crianças de 0 a 12 anos do sexo feminino, o próprio profissional da coleta deve
realizar a assepsia prévia.
Caso a criança evacue durante a coleta da urina a amostra deve ser desprezada,
devendo iniciar todo o processo de assepsia novamente.
Em crianças é comum o uso de pomadas para assaduras, estas devem ser retiradas em
sua totalidade antes da coleta da urina, observando a presença de irritação na pele da
criança. Caso a pele já esteja irritada, sugerir a mãe que retorne outro dia, e não
utilize a pomada desde de a véspera do exame.
Procedimento em crianças – sexo masculino
Orientar os pais ou o responsável sobre a coleta do material.
Higienizar as mãos.
Calçar as luvas de procedimento.
Solicitar à mãe ou responsável que auxilie na contenção da criança.
Retrair o prepúcio e fazer assepsia da glande e do meato urinário com os lenços
umedecidos com sabão neutro (fornecido pelo próprio laboratório).
A higiene deve ser rigorosa.
Voltar com o prepúcio no lugar e fazer assepsia do pênis e bolsa escrotal.
Colocar o coletor e verificar se ficou bem adaptado.
Proceder à troca de coletor a cada 1 hora, repetindo sempre a assepsia, até coletar a
urina; não ultrapassando 4 trocas.
Anotar no impresso próprio o horário que foi colocado o coletor.
Após a coleta, transferir a urina para o tubo cônico de tampa vermelha, atentando-
se para não contaminá-la.
Identificar o tubo com a etiqueta código de barras na frente do cliente.
Não esquecer que na presença de fimose, solicitar a inclusão desta observação na
FAP.
OBS: Podemos considerar criança para uso do coletor, indivíduos com idade de 0 a 3
anos ou crianças acima desta idade que n ão tenham micção espontânea.
Tod as as crianças de 0 a 12 anos, o próprio profissional da coleta deve realizar a
assepsia prévia, em casos excepcionais, principalmente em crianças maiores do sexo
masculino, podemos orientar o familiar a realizar a assepsia e coletar no banheiro.
Caso a criança evacue durante a coleta da urina a amostra deve ser desprezada,
devendo iniciar todo o processo de assepsia novamente.
Em crianças é comum o uso de pomadas para assaduras, estas devem ser retiradas em
sua totalidade antes da coleta da urina, observando a presença de irritação na pele da
criança. Caso a pele já esteja irritada, sugerir a mãe que retorne outro dia, e não
utilize a pomada desde de a véspera do exame.
60: Coletor infantil
Urina tipo I
Material
Frascos para coleta de urina 1 e Urocultura
Coletor infantil
PROCESSO LABORATORIAL CAPÍTULO V: COLETAS DIVERSAS
Procedimento
Entregar ao cliente o kit de coleta de urina dentro do pote de transporte.
Orientar ao cliente que ao chegar ao banheiro deve Higienizar as mãos.
Realizar a assepsia da região genital com os lenços umedecidos.
Desprezar o primeiro jato da urina e coletar o jato médio no copo coletor.
Transferir o conteúdo da urina para o tubo cônico de tampa amarela até
atingir a marca de 12 ml e tampar bem.
O volume mínimo necessário para a realização do exame é de 10 ml.
Em casos excepcionais podemos aceitar volumes menores, desde que autorizado
pelo setor técnico.
Urina de jato médio
Seguir as mesmas orientações acima, orientando o cliente a coletar somente o
primeiro jato da urina.
O volume a ser coletado no primeiro jato é de aproximadamente 10 ml.
Em alguns casos, conforme o exame a ser coletado, o recipiente deve ser o pote
plástico estéril e não o kit coletor de urina.
Observação
Existem casos onde o médico solicita a coleta de urina de primeiro, segundo e terceiro.
Nestes casos, devem os solicitar ao cliente que colete cada jato em um recipiente,
identificando-os corretamente na ordem.
Coleta em crianças – sexo feminino
Orientar os pais ou responsável quanto a coleta do material.
Higienizar as mãos
Calçar as luvas de procedimento.
Solicitar à mãe ou responsável que ajude na contenção da criança, segurando-lhe as
pernas flexionadas e expondo a região genital. Cobrir com o lençol.
Fazer assepsia da região genital com lenços umedecidos com sabão neutro (fornecido
pelo próprio laboratório), iniciando pelos grandes lábios, pequenos lábios, meato
uretral, introito vaginal e ânus. Utilizar um lado dos lenços para cada região.
Sempre proceder a higiene num sentido único, da frente para trás. Realizar quantas
vezes for necessário.
Adaptar o coletor na região genital.
Verificar se não ficou algum pertuito entre o adesivo e a pele, por onde possa vazar a
urina.
Proceder a troca de coletor a cada 60 minutos, repetindo sempre a assepsia, até
coletar a urina, não ultrapassando 4 trocas. Observar a existência de irritação na pele
da criança.
Anotar no impresso Coleta de Urina Infantil - Controle de Coletores, a hora que o
coletor foi colocado e os demais horários de trocas.
Após a coleta da urina, transferir a urina para o tubo cônico de urina de tampa
amarela.
Identificar o tubo com a etiqueta código de barras na frente do cliente.
Orientar a mãe que, como a pele da criança é sensível, o adesivo pode irritar a pele e
até causar assaduras (dependendo do número de trocas do coletor).
Orientar a mãe o modo correto de segurar a criança no colo, para não descolar o
coletor e não perder a urina.
O volume mínimo necessário para a realização do exame é de 10 ml.
Em casos excepcionais podemos aceitar volumes menores, desde que autorizado pelo
setor técnico.
OBS: Podemos considerar criança para uso do coletor, indivíduos com idade de 0 a 3
anos ou crianças acima desta idade que não tenham micção espontânea.
Todas as crianças de 0 a 12 anos, o próprio profissional da coleta deve realizar a
assepsia prévia.
Caso a criança evacue durante a coleta da urina a amostra deve ser desprezada,
devendo iniciar todo o processo de assepsia novamente.
Em crianças é comum o uso de pomadas para assaduras, estas devem ser retiradas em
sua totalidade antes da coleta da urina, observando a presença de irritação na pele da
criança. Caso a pele já esteja irritada, sugerir a mãe que retorne outro dia, e não
utilize a pomada desde de a véspera do exame.
Coleta em crianças – sexo masculino
Orientar os pais ou o responsável sobre a coleta do material.
Higienizar as mãos.
Calçar as luvas de procedimento.
Solicitar à mãe ou responsável que auxilie na contenção da criança.
Retrair o prepúcio e fazer assepsia da glande e do meato urinário com lenços
umedecidos com sabão neutro (fornecido pelo próprio laboratório).
A higiene deve ser rigorosa.
Voltar com o prepúcio no lugar e fazer assepsia do pênis e bolsa escrotal.
Colocar o coletor e verificar se ficou bem adaptado.
Proceder à troca de coletor a cada 60 minutos, repetindo sempre a assepsia, até
coletar a urina.Anotar no impresso Coleta de Urina Infantil - Controle de Coletores, a
hora que o coletor foi colocado e os demais horários de trocas.
Após a coleta, fechar bem o coletor e acondicionar dentro do pote estéril.
Identificar com a etiqueta código de barras na frente do cliente.
Não esquecer que na presença de fimose, solicitar a inclusão desta observação na FAP.
O volume mínimo necessário para a realização do exame é de 10 ml.
Em casos excepcionais podemos aceitar volumes menores, desde que autorizado pelo
setor técnico.
OBS: Podemos considerar criança para uso do coletor, indivíduos com idade de 0 a 3
anos ou crianças acima desta idade que não tenham micção espontânea.
Todas as crianças de 0 a 12, anos o próprio profissional da coleta deve realizar a
assepsia prévia.
Caso a criança evacue durante a coleta da urina a amostra deve Caso a pele já esteja
irritada, sugerir a mãe que retorne outro dia, e não utilize a pomada desde de a
véspera do exame.
Urina de 24 horas
Material
Coletor de urina de 24 hs.
Procedimento
A urina de 24hs deve ser coletada em frasco próprio. O cliente deve ser orientado
a retirar o frasco e a instrução/orientação de coleta no laboratório.
Para cada exame de urina de 24hs existe um frasco específico com ou sem
conservante.
O Sistema Informatizado e a tabela de urina de 24hs, fornecem os dados
necessários para a escolha do frasco e algumas observações necessárias para a coleta.
Os frascos para coleta, estão identificados com etiquetas que contém informações
a respeito do tipo de conservante, cuidados específicos com a solução contida no
frasco, a data que foi produzido e o tempo de validade.
Fezes
Material
Coletor de fezes com e sem conservante
Procedimento
Existem vários tipos de exames, cujo material solicitado é fezes.
Todos os exames estão descritos (pré-requisitos, forma de coleta,
acondicionamento do material, prazo de entrega, dieta e considerações gerais) no
Sistema Informatizado ou nas Orientações de Coleta.
OBS: Alguns exames de fezes necessitam de uma dieta prévia: Coprológico
funcional, Dosagem de Gordura nas Fezes e Sangue Oculto.
I. BONINI, P. Erros in laboratory Medicine, 2001;
II. CLINICAL CHEMISTRY, 48:5 691-698,2002;
III. CLINICAL CHEMISTRY,43: 1348-1351, 2007;
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http://www.clsi.org/ >;
V. GUDER, W.G. , NARAYANAN, S. , WISSER, H. , ZAWTA, B. Samples: From the
patient to the laboratory, 1996;
VI. INMETRO. Boas Práticas de Laboratórios Clínicos BPLC. Editora Qualitymark, 1998;
VII. PLEBANI, M. HEMOLYSED, K. Specimens : A reason for rejection or a clinical
challenge?, 2003
VIII. ROTH, E. Como Implantar a Qualidade em Laboratório Clínico - O Caminho das
Pedras. Editora Hinsdale,1998;
IX. SIG: Sistema Integrado de Gestão, na versão atual;
X. TESUTO, M. Manual of Clinical Microbiology, 9° Edição, 2007;
XI. WITTE, D. E. Mistakes, blunders, outliers, or unacceptable results: how many?
Clinical Chemistry (1997) 43: 1352 -1356;
XII. WATSON, D. Wrong Biochemistry results. BMJ, 324-422, 2002.
XIII. SBPC, Recomendações da SBPC Coleta de Sangue Venoso, 2009
PROCESSO LABORATORIAL REFERENCIAL TEÓRICO
INTERFERENTES PRÉ-ANALÍTICOS NOS EXAMES DO LABORATÓRIO DE URGÊNCIA
Etapa do processo
Possíveis origens de erros Ação
preventiva
Solicitação Médica Falhas na comunicação da informação desejada
Erros na sinonímia dos exames solicitados, falta de informações detalhadas como hora desejada para coleta, necessidade de urgência, falhas na comunicação verbal ou escrita (letra do solicitante)
Pedido Médico padronizado, Pedido Médico informatizado
Cadastro dos dados do paciente e dos exames no sistema informatizado
Falhas na transcrição das informações recebidas
Erros nos dados cadastrais do paciente ou dos exames solicitados. Resultados que são calculados baseando-se no peso e altura dos pacientes (exemplo Clearance de creatinina) ou que necessitam da informação da data hora da última dose da medicação (dosagem de drogas terapêuticas).
Interface eletrônica entre o LIS do laboratório e o LIS do hospital. Pedido médico eletrônico com campos de preenchimento obrigatório.
Identificação dos pré-requisitos necessários para realização dos testes
Sexo, Idade, Raça, Ciclo Menstrual.
As influencias intrínsecas como sexo, idade e raça podem alterar a concentração de alguns analitos no sangue e urina. As alterações fisiológicas da gestação - aumento no volume plasmático, aumento da filtração glomerular e aumento na concentração plasmática das proteínas transportadoras modificam os valores de normalidade para vários parâmetros bioquímicos.
Valores de referencia adequados para sexo, idade, fases do ciclo menstrual e estado gestacional.
Jejum
A ingesta de alimentos ou líquidos pode alterar os valores obtidos nas dosagens plasmáticas de alguns analitos, especialmente a glicose, o colesterol e as
Certificar-se que os pré-requisitos necessários para o
PROCESSO LABORATORIAL ANEXOS
triglicérides. As dosagens urinárias devem sempre ser avaliadas como quantidade por dia e não quantidade por litro, com o objetivo de minimizar as variações decorrentes da ingesta hídrica.
exame foram corretamente definidos, orientados e cumpridos.
Exercício
As alterações agudas produzidas pelo exercício ocorrem em decorrência das alterações nas concentrações hormonais (aumento nas concentrações de epinefrina, norepinefrina, glucagon, cortisol, ACTH e diminuição nas concentrações de insulina), perda de volume pelo suor e mudanças nos compartimentos intra e extravascular. Estas alterações hormonais podem, por exemplo, elevar os leucócitos em até 2500/mm3. Durante períodos de treinamento, o aumento da capacidade aeróbia é decorrente do aumento do número de mitocôndrias, aumentando assim a capacidade do músculo metabolizar a glicose, os ácidos graxos e corpos cetônicos. Estes indivíduos têm assim um aumento proporcional da fração MB da creatinofosfoquinase, chegando até 10%.
Certificar-se que os pré-requisitos necessários para o exame foram corretamente definidos, orientados e cumpridos.
Identificação das medicações em uso
Medicamentos
A interferência pode ser biológica ou química. Biológica por exemplo quando a droga aumenta os níveis de proteínas plasmáticas, resultando, portanto num aumento nas dosagens séricas dos analitos ligados a estas proteínas. A interferência química ocorre in vitro, do mesmo modo que nas amostras hemolisadas ou ictéricas.
A lista de interferentes é grande e complexa. Existindo suspeita investigar todas as possibilidades conhecidas. Identificar os principais medicamentos em uso pelo corpo clínico e divulgar os principais testes que sofrem
alterações com estas medicações.
Identificar as condições clínicas
Febre causa hemoconcentração, alterando as contagens celulares, eleva a creatinina, o cortisol e ácido úrico.
A presença de dor intensa ou poli-traumas elevam as concentrações séricas de alguns hormônios como insulina, cortisol, renina e hormônio do crescimento.
A permanência prolongada no leito proporciona uma hemodiluição e reduz as concentrações de potássio,albumina e proteína, por reabsorção óssea aumenta o cálcio ionizado.
Pacientes que são admitidos no OS após a realização de exercícios intensos podem apresentar valores de lactato e CK elevados e hipoglicemia.
Coleta dos materiais necessários
Hora da coleta
As influencias do momento da coleta nos resultados de exames podem ser devido ao ritmo circadiano (por exemplo, o cortisol, a renina e alguns marcadores tumorais) às variações sazonais (por exemplo, aumento do 25-OH colecalciferol no verão) ou às variações biológicas (por exemplo, a aldosterona no ciclo menstrual).
Certificar-se que os pré-requisitos necessários para o exame foram corretamente definidos, orientados e cumpridos.
Outros procedimentos terapêuticos ou diagnósticos
A contaminação de amostras por soluções de infusão ministradas ao paciente é a principal causa de interferência pré-analítica no laboratório. Nunca se deve coletar amostras para o laboratório em veias próximas a locais de infusão de medicamentos. Se as amostras serão coletadas de cateteres intravenosos ou intraarteriais, deve-se lavar a cânula com soro fisiológico, com duas vezes o volume do cateter. A seguir, aspirar 5 ml de sangue e desprezar. Só então a amostra do laboratório deve ser coletada. Para testes de coagulação deve ser desprezado um volume igual a 2 vezes o volume do cateter, coletar o sangue necessário para realização dos outros exames solicitados e só então coletar a amostra para os testes de coagulação.
Coletas devem ser realizadas no membro oposto ao da infusão endovenosa. Coletas de cateteres devem seguir rigorosamente as instruções ao lado.
A infusão de drogas, contrastes, e radiação ionizante agem de maneira muitas vezes desconhecida nas concentrações séricas de alguns analitos. Os contrastes radiológicos alteram a densidade urinária. A hiper hidratação para realização de US promove a diluição urinária.
Se possível, após a injeção de contrastes endovenosos aguardar pelo menos 24 horas antes de realizar outros exames.
Transfusões de sangue
Quanto maior o volume de sangue transfundido, maior as possibilidades de alterações: Hemólise com conseqüente aumento do potássio e do DHL.
Após transfusão aguardar cerca de 6 horas para coleta de exames
Postura
Na posição ereta, aumenta a pressão de filtração reduzindo o volume plasmático em até 12 % nos indivíduos normais e, portanto concentrando células, macromoléculas e pequenas moléculas ligadas a proteínas. As alterações mais evidentes ocorrem nas concentrações séricas de Aldosterona, renina, epinefrina e norepinefrina.
Seguir as orientações pré-analíticas de repouso prévio a coleta de alguns exames.
Garroteamento
O torniquete é aplicado para facilitar ao profissional de enfermagem a visualização do vaso que será utilizado para coleta de sangue. O bloqueio do retorno venoso que é provocado com esta ação faz com que a pressão capilar aumente, fazendo com que líquidos e pequenas moléculas sejam transferidos para o espaço intersticial. As células sanguíneas e macromoléculas que não conseguem atravessar a parede capilar ficam então no vaso com volume reduzido e tem, portanto sua concentração aumentada. Os principais analitos que se alteram com o garroteamento prolongado são: CK, DHL, GGT, TGO, TGP, bilirrubina.
Manter garroteamento breve (inferior a 1 minuto) para coleta de sangue. Para coleta de gasometria, lactato e amônia o ideal é coletar sem garroteamento.
Local de coleta
As diferenças nas concentrações séricas no sangue arterial / venoso ou capilar podem ser significantes (>10%) para alguns analitos como o lactato, o pO 2 e o bicarbonato. A coleta capilar sofre grande influencia da técnica utilizada, podendo apresentar diferenças importantes nas contagens de leucócitos e plaquetas e dosagens de hemoglobina e potássio. Quando esta
Identificar no laudo as coletas arteriais e capilares.
técnica é aplicada deve-se registrar no laudo o local de punção.
Proporção sangue / anticoagulante
Deve-se coletar pelo menos 2 vezes a quantidade necessária para análise e nunca o volume total do tubo, pois isso pode prejudicar a homogeneização do material.
Respeitar as proporções sangue-anticoagulante recomendadas.
Identificação do paciente
Deve-se conferir cuidadosamente que o material está sendo coletado do paciente correto, principalmente em setores fechados onde existe mais de um leito por quarto.
Confirmar o nome completo, identificar os pacientes internados com pulseira com código de barras.
Homogeneização do material (amostra x conservante)
A adequada mistura de sangue e anticoagulante é essencial para evitar a formação de coágulos
Homogeneizar adequadamente o material logo após a coleta.
Armazenamento das amostras para transporte
Tempo e condições de transporte
Quando o laboratório de urgência está localizado dentro do hospital este aspecto não representa um problema. Os exames do menu de urgência mais influenciados pelo intervalo de tempo entre coleta e processamento são as gasometrias e as dosagens de amônia e lactato. A estocagem de amostras, entretanto deve ser realizada de maneira padronizada, de modo que havendo necessidade de re-analise a interferência da luz, evaporação, reações químicas e metabolismo celular sejam minimizadas. De modo geral, após o processamento, as amostras de soro e plasma devem ser mantidas no refrigerador, com exceção dos testes de coagulação, que como as amostras de sangue total devem ser mantidos à temperatura ambiente.
Armazenar e transportar as amostras conforme respeitando o tempo, temperatura e condições preconizadas.
Preparo das amostras Preparo da amostra
para análise Centrifugação
Deve ser realizada após o sangue coagular (cerca de 30 minutos após a coleta), na velocidade / tempo preconizada. Casos de centrifugação insuficiente das amostras podem levar a resultados alterados, principalmente nos testes de coagulação.
Aguardar 30 minutos para o sangue coagular e então centrifugar as amostras por 10 a 15 minutos a 2500-3000 rpm.
Identificação de interferentes analíticos
Lipemia
As amostras de soro e plasma podem apresentar variados graus de turvação devido ao aumento do conteúdo de lipoproteínas. A presença desta lipemia é sempre sinal de anormalidade e deve ser relatada no laudo do exame. A distribuição de água nas amostras é alterada, interferindo nos resultados de eletrólitos e metabólitos. A turvação do material interfere em todas as dosagens colorimétricas (principalmente creatinina, ácido úrico, CK, proteína e glicose).
Relatar no laudo que a dosagem foi prejudicada pela presença de lipemia na amostra.
Ictericia
A presença de bilirrubina na amostra afeta a dosagem de vários testes colorimétricos, especialmente as dosagens de creatinina na maioria das metodologias / equipamentos
Relatar no laudo que a dosagem foi prejudicada pela presença de bilirrubina na amostra.
Anticorpos endógenos
As aglutininas frias afetam as contagens celulares de eritrócitos, leucócitos e plaquetas. Os anticorpos EDTA dependentes reduzem falsamente as contagens plaquetárias (pseudoplaquetopenia). As macroenzimas (enzimas formando complexos com imunoglobulinas) tem sido demonstradas para praticamente todas as enzimas relevantes. O exemplo mais freqüente deste processo é a macro CK, promovendo elevações nas dosagens de CKMB. Os autoanticorpos contra hormônios tireodianos são bastante conhecidos na prática clínica e os anticorpos antifosfolípides podem elevar os resultados de TTPA.
Suspeitando-se de crioaglutininas, colocar o tubo em banho-maria a 37 por 15 minutos e processar novamente a amostra.
Hemólise
É o resultado da lise de hemáceas, liberando seu conteúdo no soro / plasma, que se torna então avermelhado. Os efeitos deste processo nas dosagens bioquímicas envolvem a liberação de constituintes celulares no soro (elevando as concentrações séricas de potássio e DHL). A interferência óptica devido a cor avermelhada do soro interfere em todas as dosagens colorimétricas.
Evitar durante a coleta os seguintes procedimentos:
- Garroteamento prolongado
- Aspiração rápida ou com muita pressão.
- Infusão vigorosa do sangue no tubo.
- Infusão do sangue no tubo através da agulha
PARTICULARIDADES DOS TESTES DE COAGULAÇÃO Para a maioria dos testes de coagulação é utilizado um tubo com anticoagulante. Utiliza-se universalmente o citrato de sódio a 3,2%, numa proporção de 1 parte de anticoagulante para 9 partes de sangue. Se for coletado um volume menor que o preconizado, a concentração do anticoagulante aumenta e os valores de TTPA são falsamente prolongados. Em pacientes com hematócrito maior que 55%, o volume de plasma é reduzido e a proporção anticoagulante - plasma também é afetada. Este fator aumenta falsamente os valores de TP e TTPA. A presença de hemólise pode ativar os fatores de coagulação e a lipemia e icterícia da amostra pode alterar as mensurações nos equipamentos foto-opticos. Durante o transporte das amostras de coagulação deve-se manter os recipientes em temperatura ambiente já que o gelo pode ativar o fator VII e reduzir o TP. Nas coletas difíceis a coagulação é ativada antes de colocarmos o sangue no recipiente com anticoagulante, alterando portanto os resultados. Na dúvida, deve-se repetir a coleta. PARTICULARIDADES DOS TESTES DE HEMATOLOGIA Para a análise das células do sangue o anticoagulante recomendado é o EDTA dipotássico e recomenda-se o processamento das amostras nos contadores automáticos de células em até 24 horas após a coleta. Logo após a coleta o tubo deve ser invertido algumas vezes para promover a adequada homogeneização da amostra, evitando assim a formação de coágulos.Para uma adequada homogeneização deve-se deixar cerca de 20% do tubo vazio. O EDTA tem uma grande influencia na estabilidade dos leucócitos, especialmente dos neutrófilos e monócitos. Após algumas horas a degeneração dos neutrófilos é evidente, com desaparecimento das pontes entre lóbulos e da granulação citoplasmática. Quando é coletada uma amostra com volume inferior ao preconizado, o relativo aumento na concentração do EDTA produz alterações evidentes na morfologia dos neutrófilos e diminui o volume dos eritrócitos (reduz VCM e Htc). A pseudoplaquetopenia é evento bastante conhecido, que ocorre devido a aglutinação ou aderência das plaquetas aos neutrófilos (satelismo). Pacientes que demonstram Satelismo plaquetário induzido por EDTA devem ter seus exames coletados em Citrato e não EDTA.
PARTICULARIDADES DOS TESTES DE BIOQUÍMICA
Os interferentes bioquímicos são métodos e equipamentos específicos. Assim os resultados obtidos em um sistema analítico não podem ser sempre diretamente comparados a outro. Algumas vezes os interferentes de um sistema não afetam outra metodologia. É marcante a freqüente interferência dos medicamentos nas dosagens de creatinina, especialmente os antibióticos (Cefalosporinas). Suspeitando-se de interferente medicamentoso deve-se coletar nova amostra imediatamente antes da próxima dose do medicamento procurando o nível sérico mais baixo para minimizar a interferência nas dosagens bioquímicas. PARTICULARIDADES DOS TESTES DE GASOMETRIA A heparina é o anticoagulante de escolha para as determinações de gases no sangue. A proporção heparina - sangue deve ser mantida e a amostra deve ser coletada em anaerobiose, evitando-se o contato da amostra com o ar ou a presença de bolhas no material (que pode resultar em falsas elevações do pO 2 ). O metabolismo das células do sangue consome O 2 e, portanto o material coletado deve ser analisado em no máximo 30 minutos. Se for necessário transporte da amostra, esta deve ser colocada em gelo e processada em até 2 horas após a coleta. Como a heparina sódica tem um pH muito baixo, altas concentrações deste anticoagulante podem alterar o pH e o pCO 2 da amostra. Além disso, obviamente as amostras coletadas com Heparina sódica não são apropriadas para dosagens de Sódio e Potássio plasmáticos. Atualmente, as seringas com heparina lítica liofilizada permitem maior controle sobre a proporção heparina-sangue, mas a homogeneização destas amostras deve ser rigorosa para evitar a formação de coágulos. PARTICULARIDADES DOS TESTES DE DOSAGENS DE DROGAS TERAPEUTICAS A maioria das dosagens é realizada no soro ou plasma. Após ajustes de doses deve-se aguardar um período de 5 meias-vida da droga para coletar nova amostra para dosagem sérica.
Para determinações da concentração basal as amostras devem ser coletadas imediatamente antes da próxima dose (acompanha-se o nível sérico mínimo da droga). Para determinações da concentração de pico, respeitar a farmacocinética de cada droga e via de administração (utilizada para avaliar níveis tóxicos da droga). PARTICULARIDADES DOS TESTES DE IMUNO / HORMONIO A maioria dos testes imunoquímicos são realizados no soro ou plasma heparinizado. Deve-se considerar as alterações nas concentrações hormonais causadas por variações diuturnas e pela postura. Outros hormônios como insulina e peptídeo-C mantêm-se estáveis se mantidos no gelo.
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